Las proteínas SNARE – " SNA P RE ceptores" – son una gran familia de proteínas que consta de al menos 24 miembros en levaduras , más de 60 miembros en células de mamíferos , [2] [3] y algunos en plantas. [4] La función principal de las proteínas SNARE es mediar en la fusión de vesículas con la membrana objetivo ; esto media notablemente en la exocitosis , pero también puede mediar en la fusión de vesículas con compartimentos unidos a membranas (como un lisosoma ). Las trampas mejor estudiadas son aquellas que median la liberación de vesículas sinápticas que contienen neurotransmisores en las neuronas . Estas trampas neuronales son el objetivo de las neurotoxinas responsables del botulismo y el tétanos producidas por determinadas bacterias .
Las SNARE se pueden dividir en dos categorías: vesículas o v-SNARE , que se incorporan a las membranas de las vesículas de transporte durante la gemación, y diana o t-SNARE , que se asocian con membranas terminales nerviosas. La evidencia sugiere que los t-SNARE forman subcomplejos estables que sirven como guías para v-SNARE, incorporados en la membrana de una vesícula recubierta de proteínas, uniéndose para completar la formación del complejo SNARE. [5] Varias proteínas SNARE están ubicadas tanto en vesículas como en membranas diana; por lo tanto, un esquema de clasificación más reciente tiene en cuenta las características estructurales de las SNARE, dividiéndolas en R-SNARE y Q-SNARE. A menudo, las R-SNARE actúan como v-SNARE y las Q-SNARE actúan como t-SNARE. Las R-SNARE son proteínas que aportan un residuo de arginina (R) en la formación de la capa iónica cero en el complejo central SNARE ensamblado. Un R-SNARE particular es la sinaptobrevina, que se encuentra en las vesículas sinápticas. Las Q-SNARE son proteínas que contribuyen con un residuo de glutamina (Q) en la formación de la capa iónica cero en el complejo central SNARE ensamblado. Los Q-SNARE incluyen sintaxina y SNAP-25. Los Q-SNARE se clasifican además como Qa-, Qb- o Qc-SNARE según su ubicación en el haz de cuatro hélices.
Se conocen variantes de levaduras, [6] mamíferos [2] [3] Drosophila y Caenorhabditis elegans . [6]
Las SNARE son proteínas pequeñas, abundantes, a veces ancladas en la cola, que a menudo se insertan postraduccionalmente en las membranas a través de un dominio transmembrana C-terminal . Siete de los 38 SNARE conocidos, incluido SNAP-25 , no tienen un dominio transmembrana y, en cambio, están unidos a la membrana mediante modificaciones de lípidos como la palmitoilación . [7] Las proteínas ancladas a la cola se pueden insertar en la membrana plasmática , el retículo endoplásmico , las mitocondrias y los peroxisomas , entre otras membranas, aunque cualquier SNARE en particular está dirigido a una membrana única. La orientación de las SNARE se logra alterando la composición de los residuos de aminoácidos flanqueantes C-terminales o la longitud del dominio transmembrana. El reemplazo del dominio transmembrana con anclajes lipídicos conduce a una etapa intermedia de fusión de membrana donde solo se fusionan las dos valvas en contacto y no las dos valvas distales de la bicapa de dos membranas. [8]
Aunque los SNARE varían considerablemente en estructura y tamaño, todos comparten un segmento en su dominio citosólico llamado motivo SNARE que consta de 60 a 70 aminoácidos y contiene repeticiones de heptada que tienen la capacidad de formar estructuras en espiral. Los V- y t-SNARE son capaces de ensamblarse reversiblemente en haces apretados de cuatro hélices llamados complejos "trans"-SNARE. En las vesículas sinápticas, los complejos "trans" metaestables que se forman fácilmente se componen de tres SNARE: sintaxina 1 y SNAP-25 residentes en la membrana celular y sinaptobrevina (también conocida como proteína de membrana asociada a vesículas o VAMP) anclada en la membrana de la vesícula.
En la exocitosis neuronal , la sintaxina y la sinaptobrevina están ancladas en sus respectivas membranas mediante sus dominios C-terminales, mientras que SNAP-25 está unido a la membrana plasmática a través de varias cadenas de palmitoilo unidas a cisteína. El complejo trans -SNARE central es un paquete de cuatro hélices, donde la sintaxina 1 aporta una hélice, la sinaptobrevina aporta una hélice y SNAP-25 aporta dos hélices. [9]
Se ha demostrado que las SNARE residentes en la membrana plasmática están presentes en distintos microdominios o grupos, cuya integridad es esencial para la competencia exocitótica de la célula.
Durante la fusión de membranas, las proteínas v-SNARE y t-SNARE en membranas separadas se combinan para formar un complejo trans-SNARE, también conocido como "SNAREpin". Dependiendo de la etapa de fusión de las membranas, estos complejos pueden recibir diferentes denominaciones.
Durante la fusión de complejos trans -SNARE, las membranas se fusionan y las proteínas SNARE involucradas en la formación del complejo después de la fusión se denominan complejo " cis "-SNARE, porque ahora residen en una única membrana resultante (o cis ). Después de la fusión, el complejo cis -SNARE se une y desmonta mediante una proteína adaptadora, alfa-SNAP . Luego, la ATPasa hexamérica (del tipo AAA ) llamada NSF cataliza el despliegue de las proteínas SNARE dependiente de ATP y las libera al citosol para su reciclaje.
Se cree que las SNARE son los componentes centrales necesarios de la maquinaria de fusión y pueden funcionar independientemente de proteínas accesorias citosólicas adicionales. Esto se demostró mediante la ingeniería de SNARE "invertidas", donde los dominios SNARE miran al espacio extracelular en lugar del citosol. Cuando las células que contienen v-SNARE entran en contacto con células que contienen t-SNARE, se forman complejos trans -SNARE y se produce la fusión célula-célula. [10]
El complejo SNARE central es un haz de 4 hélices. [11] La sinaptobrevina y la sintaxina contribuyen con una hélice cada una, mientras que SNAP-25 participa con dos hélices (abreviadas como Sn1 y Sn2). Los residuos de aminoácidos que interactúan y que forman el complejo SNARE se pueden agrupar en capas. Cada capa tiene 4 residuos de aminoácidos: un residuo por cada una de las 4 hélices. En el centro del complejo se encuentra la capa iónica cero compuesta por un residuo de arginina (R) y tres residuos de glutamina (Q), y está flanqueada por cremalleras de leucina . Las capas '-1', '+1' y '+2' en el centro del complejo siguen más de cerca la geometría ideal de la cremallera de leucina y la composición de aminoácidos. [12]
La capa iónica cero está compuesta por R56 de VAMP-2, Q226 de sintaxina-1A, Q53 de Sn1 y Q174 de Sn2, y está completamente enterrada dentro de las capas de cremallera de leucina. El grupo guanidino cargado positivamente del residuo de arginina (R) interactúa con los grupos carboxilo de cada uno de los tres residuos de glutamina (Q).
Las capas de cremallera de leucina que las flanquean actúan como un sello hermético para proteger las interacciones iónicas del disolvente circundante . La exposición de la capa iónica cero al disolvente de agua al romper la cremallera de leucina que lo flanquea conduce a la inestabilidad del complejo SNARE y es el mecanismo putativo por el cual -SNAP y NSF reciclan los complejos SNARE después de completar la exocitosis de las vesículas sinápticas .
Las proteínas SNARE deben ensamblarse en complejos trans -SNARE para proporcionar la fuerza necesaria para la fusión de vesículas . Los cuatro dominios de hélice α (1 de cada uno de sinaptobrevina y sintaxina , y 2 de SNAP-25 ) se unen para formar un motivo en espiral . El paso limitante de la velocidad en el proceso de ensamblaje es la asociación del dominio SNARE de sintaxina, ya que generalmente se encuentra en un estado "cerrado" donde es incapaz de interactuar con otras proteínas SNARE. [13] Cuando la sintaxina está en un estado abierto, la formación del complejo trans -SNARE comienza con la asociación de los cuatro dominios SNARE en sus extremos N. Los dominios SNARE proceden a formar un motivo en espiral en la dirección de los extremos C de sus respectivos dominios. SNAP y NSF también se asocian con el complejo formado por SNARE durante este paso y participan en los eventos posteriores de cebado y desmontaje.
Se cree que la proteína SM Munc18 desempeña un papel en el ensamblaje del complejo SNARE, aunque el mecanismo exacto por el que actúa aún está bajo debate. Se sabe que el cierre de Munc18 bloquea la sintaxina en una conformación cerrada uniéndose a sus dominios SNARE de hélice α , lo que inhibe la entrada de la sintaxina en los complejos SNARE (inhibiendo así la fusión ). [13] Sin embargo, el broche también es capaz de unir todo el haz de cuatro hélices del complejo trans -SNARE. Una hipótesis sugiere que, durante el ensamblaje del complejo SNARE, el cierre Munc18 libera sintaxina cerrada, permanece asociado con el péptido N-terminal de la sintaxina (lo que permite la asociación del dominio SNARE de la sintaxina con otras proteínas SNARE) y luego se vuelve a unir a las cuatro recién formadas. -Hélice complejo SNARE. [14] Este posible mecanismo de disociación y posterior reasociación con los dominios SNARE podría depender del calcio. [15] Esto respalda la idea de que Munc18 desempeña un papel regulador clave en la fusión de vesículas ; En condiciones normales, Munc18 evitará que se forme el complejo SNARE, pero cuando se activa, Munc18 en realidad ayudará en el ensamblaje del complejo SNARE y, por lo tanto, actuará como un catalizador de fusión . [14]
La fusión de membranas es una serie de eventos energéticamente exigentes, que requieren la translocación de proteínas en la membrana y la alteración de la bicapa lipídica, seguida de la reforma de una estructura de membrana altamente curvada. El proceso de unir dos membranas requiere energía de entrada para superar las fuerzas electrostáticas de repulsión entre las membranas. Se desconoce el mecanismo que regula el movimiento de las proteínas asociadas a la membrana fuera de la zona de contacto de la membrana antes de la fusión, pero se cree que el aumento local en la curvatura de la membrana contribuye al proceso. Las SNARE generan energía a través de interacciones proteína-lípido y proteína-proteína que actúan como una fuerza impulsora para la fusión de membranas.
Un modelo plantea la hipótesis de que la fuerza necesaria para unir dos membranas durante la fusión proviene del cambio conformacional en los complejos trans -SNARE para formar complejos cis -SNARE. La hipótesis actual que describe este proceso se conoce como "cremallera" de SNARE. [dieciséis]
Cuando se forma el complejo trans -SNARE, las proteínas SNARE todavía se encuentran en las membranas opuestas. A medida que los dominios SNARE continúan enrollándose en un proceso espontáneo , forman un haz de cuatro hélices mucho más apretado y estable. Durante esta "cremallera" del complejo SNARE, se cree que una fracción de la energía liberada por la unión se almacena como tensión de flexión molecular en los motivos SNARE individuales. Se postula que esta tensión mecánica se almacena en las regiones enlazadoras semirrígidas entre los dominios transmembrana y el haz helicoidal SNARE. [17] [18] La flexión energéticamente desfavorable se minimiza cuando el complejo se mueve periféricamente al sitio de fusión de la membrana. Como resultado, el alivio de la tensión supera las fuerzas repulsivas entre la vesícula y la membrana celular y presiona las dos membranas entre sí. [19]
Se han propuesto varios modelos para explicar el paso siguiente (la formación del tallo y el poro de fusión). Sin embargo, la naturaleza exacta de estos procesos sigue siendo objeto de debate. De acuerdo con la hipótesis de la "cremallera", a medida que se forma el complejo SNARE, el haz de hélice que se aprieta ejerce fuerza de torsión sobre los dominios transmembrana (TM) de sinaptobrevina y sintaxina . [20] Esto hace que los dominios TM se inclinen dentro de las membranas separadas a medida que las proteínas se enrollan más estrechamente. La configuración inestable de los dominios TM eventualmente hace que las dos membranas se fusionen y las proteínas SNARE se unan dentro de la misma membrana, lo que se conoce como complejo " cis "-SNARE. [21] Como resultado del reordenamiento de los lípidos, se abre un poro de fusión y permite que el contenido químico de la vesícula se filtre al ambiente exterior.
La explicación continua de la formación del tallo sugiere que la fusión de la membrana comienza con un radio infinitesimal hasta que se expande radialmente hasta formar una estructura similar a un tallo. Sin embargo, tal descripción no tiene en cuenta la dinámica molecular de los lípidos de membrana. Simulaciones moleculares recientes muestran que la proximidad de las membranas permite que los lípidos se expandan, donde una población de lípidos inserta sus colas hidrofóbicas en la membrana vecina, manteniendo efectivamente un "pie" en cada membrana. La resolución del estado lipídico extendido procede espontáneamente para formar la estructura del tallo. Desde este punto de vista molecular, el estado intermedio de lípidos extendidos es la barrera que determina la velocidad en lugar de la formación del tallo, que ahora se convierte en el mínimo de energía libre. La barrera energética para el establecimiento de la conformación de lípidos extendidos es directamente proporcional a la distancia intermembrana. Por lo tanto, los complejos SNARE y su presión de las dos membranas podrían proporcionar la energía libre necesaria para superar la barrera. [22]
La entrada de energía necesaria para que se produzca la fusión mediada por SNARE proviene del desmontaje del complejo SNARE. La fuente de energía sospechosa es el factor sensible a N-etilmaleimida (NSF) , una ATPasa que participa en la fusión de membranas . Los homohexámeros de NSF, junto con el cofactor α-SNAP de NSF , se unen y disocian el complejo SNARE acoplando el proceso con la hidrólisis de ATP . [23] Este proceso permite la recaptación de sinaptobrevina para su uso posterior en vesículas , mientras que las otras proteínas SNARE permanecen asociadas con la membrana celular .
Las proteínas SNARE disociadas tienen un estado energético más alto que el complejo cis -SNARE, más estable. Se cree que la energía que impulsa la fusión se deriva de la transición a un complejo cis -SNARE de menor energía. La disociación de los complejos SNARE acoplada a la hidrólisis de ATP es una inversión de energía que se puede comparar con "amartillar el arma" de modo que, una vez que se desencadena la fusión de vesículas , el proceso se lleva a cabo de forma espontánea y a una velocidad óptima. Un proceso similar tiene lugar en los músculos, en los que las cabezas de miosina primero deben hidrolizar el ATP para adaptar la conformación necesaria para que se produzca la interacción con la actina y el posterior golpe de fuerza.
La proteína 25 asociada al sinaptosoma ( SNAP-25 ) de la proteína Q-SNARE está compuesta por dos dominios helicoidales α conectados por un conector helicoidal aleatorio . La región del conector helicoidal aleatorio es más notable por sus cuatro residuos de cisteína . [24] Los dominios de hélice α se combinan con los de la sintaxina y la sinaptobrevina (también conocida como proteína de membrana asociada a vesículas o VAMP) para formar el complejo SNARE de 4 hélices α, fundamental para una exocitosis eficiente .
Si bien la sintaxina y la sinaptobrevina contienen dominios transmembrana que permiten el acoplamiento con las membranas objetivo y vesicular respectivamente, SNAP-25 se basa en la palmitoilación de residuos de cisteína que se encuentran en su región de espiral aleatoria para acoplarse a la membrana objetivo. Algunos estudios han sugerido que la asociación con la sintaxina a través de interacciones SNARE excluye la necesidad de tales mecanismos de acoplamiento. Sin embargo, los estudios de eliminación de sintaxina no lograron mostrar una disminución en el SNAP-25 unido a la membrana, lo que sugiere que existen medios de acoplamiento alternativos. [25] El enlace covalente de las cadenas de ácidos grasos a SNAP-25 a través de enlaces tioéster con uno o más residuos de cisteína , por lo tanto, proporciona la regulación del acoplamiento y, en última instancia, la exocitosis mediada por SNARE . Este proceso está mediado por una enzima especializada llamada DHHC palmitoil transferasa. [26] También se ha demostrado que el dominio rico en cisteína de SNAP-25 se asocia débilmente con la membrana plasmática, lo que posiblemente permite que se localice cerca de la enzima para la palmitoilación posterior . Lo contrario de este proceso lo lleva a cabo otra enzima llamada palmitoil proteína tioesterasa (ver figura).
También se teoriza que la disponibilidad de SNAP-25 en el complejo SNARE posiblemente esté regulada espacialmente mediante la localización de microdominios lipídicos en la membrana objetivo. Los residuos de cisteína palmitoilados podrían localizarse en la región de la membrana objetivo deseada a través de un entorno lipídico favorable (posiblemente rico en colesterol ) complementario a las cadenas de ácidos grasos unidas a los residuos de cisteína de SNAP-25. [25]
Cuando un potencial de acción llega al terminal del axón , los eventos de despolarización estimulan la apertura de canales de calcio dependientes de voltaje (VGCC), lo que permite la rápida entrada de calcio a favor de su gradiente electroquímico . El calcio continúa estimulando la exocitosis mediante la unión con sinaptotagmina 1 . Sin embargo, se ha demostrado que SNAP-25 regula negativamente la función VGCC en células neuronales glutamatérgicas . SNAP-25 provoca una reducción de la densidad de corriente a través de los VGCC y, por tanto, una disminución de la cantidad de calcio que se une a la sinaptotagmina , provocando una disminución de la exocitosis glutamatérgica neuronal . Por el contrario, la subexpresión de SNAP-25 permite un aumento en la densidad de corriente de VGCC y un aumento de la exocitosis. [27]
Investigaciones adicionales han sugerido posibles relaciones entre la sobreexpresión o subexpresión de SNAP-25 y una variedad de enfermedades cerebrales . En el trastorno por déficit de atención/hiperactividad o TDAH , los polimorfismos en el locus del gen SNAP-25 en humanos se han relacionado con la enfermedad, lo que sugiere un papel potencial en su manifestación. [28] Esto lo sugieren además estudios heterogéneos de eliminación de SNAP-25 realizados en ratones mutantes con coloboma , que condujeron a características fenotípicas del TDAH. [29] Los estudios también han demostrado una correlación entre la sobreexpresión o subexpresión de SNAP-25 y la aparición de esquizofrenia . [30] [31]
La sintaxina consta de un dominio transmembrana (TMD), un dominio SNARE de hélice alfa , una región conectora corta y el dominio Habc que consta de tres regiones de hélice alfa. El dominio SNARE en la sintaxina sirve como sitio objetivo para el acoplamiento de SNAP-25 y sinaptobrevina con el fin de formar el paquete de cuatro hélices necesario para el complejo SNARE y la posterior fusión . El dominio Habc, sin embargo, sirve como dominio autoinhibidor en la sintaxina. Se ha demostrado que se pliega y se asocia con el dominio SNARE de la sintaxina, lo que induce un estado "cerrado", creando una barrera física para la formación del motivo SNARE . Por el contrario, el dominio Habc puede disociarse nuevamente del dominio SNARE, dejando a la sintaxina libre para asociarse tanto con SNAP-25 como con sinaptobrevina . [32]
Existe una inmensa diversidad de subtipos de sintaxinas , con 15 variedades en el genoma humano. [33] Se ha sugerido que la sintaxina1B tiene un papel en la regulación del número de vesículas sinápticas listas para la exocitosis en la terminal del axón. Esto también se denomina conjunto de vesículas de fácil liberación (RRP) . Un estudio de eliminación realizado en 2014 mostró que la falta de sintaxina1B provocó una disminución significativa en el tamaño del PRR. [34]
Muchas neurotoxinas afectan directamente a los complejos SNARE. Toxinas como las toxinas botulínica y tetánica actúan dirigiéndose a los componentes SNARE. Estas toxinas impiden el reciclaje adecuado de las vesículas y provocan un control muscular deficiente, espasmos, parálisis e incluso la muerte.
La toxina botulínica (BoNT) es una de las toxinas más potentes jamás descubiertas. [35] Es una enzima proteolítica que escinde las proteínas SNARE en las neuronas . Su estructura proteica está compuesta por dos subunidades peptídicas, una cadena pesada (100 kDas) y una cadena ligera (50 kDas), que se mantienen unidas mediante un enlace disulfuro . La acción de la NTBo sigue un mecanismo de cuatro pasos que incluye la unión a la membrana neuronal, la endocitosis , la translocación de la membrana y la proteólisis de las proteínas SNARE. [36]
En su mecanismo de acción, la cadena pesada de BoNT se utiliza primero para encontrar sus objetivos neuronales y unirse a los gangliósidos y proteínas de membrana de las neuronas presinápticas. A continuación, la toxina se endocita en la membrana celular. La cadena pesada sufre un cambio conformacional importante para translocar la cadena ligera al citosol de la neurona. Finalmente, después de que la cadena ligera de BoNT ingresa al citosol de la neurona objetivo, se libera de la cadena pesada para que pueda alcanzar sus sitios de escisión activos en las proteínas SNARE. [36] La cadena ligera se libera de la cadena pesada mediante la reducción del enlace disulfuro que mantiene unidas a las dos. La reducción de este enlace disulfuro está mediada por el sistema NADPH- tioredoxina reductasa - tioredoxina . [38] La cadena ligera de BoNT actúa como una metaloproteasa en las proteínas SNARE que depende de los iones Zn(II), [39] escindiéndolas y eliminando su función en la exocitosis .
Hay 8 isotipos conocidos de BoNT, BoNT/A – BoNT/H, cada uno con diferentes sitios de escisión específicos en las proteínas SNARE. SNAP25 , un miembro de la familia de proteínas SNARE ubicada en la membrana de las células, se escinde mediante los isotipos A, C y E de BoNT. La escisión de SNAP-25 por estos isotipos de BoNT inhibe en gran medida su función en la formación del complejo SNARE para la fusión. de vesículas a la membrana sináptica. BoNT/C también se dirige a la sintaxina -1, otra proteína SNARE ubicada en la membrana sináptica. Degenera estas proteínas sintaxina con un resultado similar al de SNAP-25. Una tercera proteína SNARE, la sinaptobrevina (VAMP), se encuentra en las vesículas celulares . VAMP2 es atacado y escindido por los isotipos B, D y F de BoNT en las neuronas sinápticas. [35] Los objetivos de estos diversos isotipos de BoNT, así como de la neurotoxina tetánica (TeNT), se muestran en la figura de la derecha.
En cada uno de estos casos, la neurotoxina botulínica causa daño funcional a las proteínas SNARE, lo que tiene importantes implicaciones fisiológicas y médicas. Al dañar las proteínas SNARE, la toxina evita que las vesículas sinápticas se fusionen con la membrana sináptica y liberen sus neurotransmisores en la hendidura sináptica . Con la inhibición de la liberación de neurotransmisores en la hendidura sináptica, los potenciales de acción no pueden propagarse para estimular las células musculares. Esto produce parálisis en los infectados y, en casos graves, puede provocar la muerte. Aunque los efectos de la Neurotoxina Botulínica pueden ser mortales, también se ha utilizado como agente terapéutico en tratamientos médicos y cosméticos. [40] [41]
La toxina tetánica , o TeNT, está compuesta por una cadena pesada (100 kDa) y una cadena ligera (50 kDa) conectadas por un enlace disulfuro . La cadena pesada es responsable de la unión neuroespecífica de TeNT a la membrana terminal nerviosa, la endocitosis de la toxina y la translocación de la cadena ligera al citosol. La cadena ligera tiene actividad de endopeptidasa dependiente de zinc o más específicamente metaloproteinasa de matriz (MMP) a través de la cual se lleva a cabo la escisión de sinaptobrevina o VAMP. [42]
Para que se active la cadena ligera de TeNT, es necesario unir un átomo de zinc a cada molécula de toxina. [43] Cuando se une zinc, la reducción del enlace disulfuro se llevará a cabo principalmente a través del sistema redox NADPH-tioredoxina reductasa-tioredoxina . [44] Entonces la cadena ligera queda libre para escindir el enlace Gln76-Phe77 de la sinaptobrevina. [42] La escisión de la sinaptobrevina afecta la estabilidad del núcleo SNARE al impedir que entre en la conformación de baja energía que es el objetivo de la unión de NSF . [45] Esta escisión de la sinaptobrevina es el objetivo final de TeNT e incluso en dosis bajas la neurotoxina inhibirá la exocitosis del neurotransmisor .
Los neurotransmisores se almacenan en grupos de vesículas fácilmente liberables confinadas dentro de la terminal presináptica . Durante la neurosecreción / exocitosis , las SNARE desempeñan un papel crucial en el acoplamiento, cebado, fusión y sincronización de vesículas en la liberación de neurotransmisores en la hendidura sináptica .
El primer paso en la fusión de vesículas sinápticas es el anclaje, donde las vesículas se trasladan desde el grupo de reserva al contacto físico con la membrana. En la membrana, Munc-18 se une inicialmente a la sintaxina 1A en una estructura cerrada. Se postula que la disociación de Munc-18 del complejo libera la sintaxina 1A para que se una a las proteínas v-SNARE. [46] El siguiente paso en la liberación es el acoplamiento de vesículas, donde las proteínas v- y t-SNARE se asocian transitoriamente de manera independiente del calcio. Luego se ceban las vesículas, donde los motivos SNARE forman una interacción estable entre la vesícula y la membrana. Las complexinas estabilizan el complejo SNARE preparado y preparan las vesículas para una rápida exocitosis.
El tramo de membrana presináptica que contiene las vesículas preparadas y una densa colección de proteínas SNARE se denomina zona activa . Los canales de calcio dependientes de voltaje están altamente concentrados alrededor de las zonas activas y se abren en respuesta a la despolarización de la membrana en la sinapsis. La entrada de calcio es detectada por la sinaptotagmina 1 , que a su vez desaloja la proteína complexina y permite que la vesícula se fusione con la membrana presináptica para liberar el neurotransmisor. También se ha demostrado que los canales de calcio dependientes de voltaje interactúan directamente con la sintaxina 1A y SNAP-25 de t-SNARE, así como con la sinaptotagmina 1. Las interacciones pueden inhibir la actividad de los canales de calcio y agregar firmemente las moléculas alrededor. el sitio de liberación. [47]
Ha habido muchos casos clínicos que vinculan los genes SNARE con trastornos neuronales. Se ha observado una deficiencia de ARNm de SNAP-25 en el tejido del hipocampo de algunos pacientes esquizofrénicos , un polimorfismo de un solo nucleótido de SNAP-25 está relacionado con la hiperactividad en los trastornos del espectro autista y la sobreexpresión de SNAP-25B conduce a la aparición temprana del trastorno bipolar . [47]
La macroautofagia es un proceso catabólico que implica la formación de orgánulos unidos a una doble membrana llamados autofagosomas , que ayudan en la degradación de los componentes celulares mediante la fusión con lisosomas . Durante la autofagia , porciones del citoplasma son engullidas por una estructura de doble membrana en forma de copa llamada fagóforo y eventualmente se convierten en el contenido del autofagosoma completamente ensamblado. La biogénesis de autofagosomas requiere el inicio y crecimiento de fagoforos, un proceso que alguna vez se pensó que ocurría mediante la adición de novo de lípidos. Sin embargo, evidencia reciente sugiere que los lípidos que contribuyen al crecimiento de los fagoforos se originan en numerosas fuentes de membrana, incluido el retículo endoplásmico , Golgi , la membrana plasmática y las mitocondrias . [48] Los SNARE desempeñan funciones importantes en la mediación de la fusión de vesículas durante el inicio y la expansión del fagoforo, así como en la fusión autofagosoma-lisosoma en las últimas etapas de la autofagia.
Aunque se desconoce el mecanismo de iniciación del fagoforo en mamíferos, los SNARE han sido implicados en la formación de fagoforos a través de la fusión homotípica de pequeñas vesículas de membrana única recubiertas de clatrina que contienen Atg16L, el v-SNARE VAMP7 y sus t-SNARE asociados: Syntaxin- 7 , sintaxina-8 y VTI1B . [49] En la levadura, las t-SNARE Sec9p y Sso2p son necesarias para la exocitosis y promueven la gemación tubulovesicular de vesículas positivas para Atg9, que también son necesarias para la biogénesis del autofagosoma. [50] [51] La eliminación de cualquiera de estos SNARE conduce a la acumulación de pequeñas vesículas que contienen Atg9 que no se fusionan, lo que impide la formación de la estructura preautofagosómica. [51]
Además del ensamblaje de fagóforos, las SNARE también son importantes para mediar en la fusión autofagosoma-lisosoma. En los mamíferos, las SNARE VAMP7 , VAMP8 y VTI1B son necesarias en la fusión autofagosoma-lisosoma y este proceso se ve afectado en los trastornos de almacenamiento lisosomal donde el colesterol se acumula en el lisosoma y secuestra las SNARE en regiones ricas en colesterol de la membrana impidiendo su reciclaje. [52] Recientemente, la sintaxina 17 ( STX17 ) se identificó como una SNARE asociada al autofagosoma que interactúa con VAMP8 y SNAP29 y es necesaria para la fusión con el lisosoma. [53] STX17 se localiza en la membrana externa de los autofagosomas, pero no en los fagoforos u otros precursores de autofagosomas, lo que les impide fusionarse prematuramente con el lisosoma. [53] En la levadura, la fusión de autofagosomas con vacuolas (el equivalente de los lisosomas en la levadura) requiere SNARE y proteínas relacionadas, como el homólogo de sintaxina Vam3, el homólogo de SNAP-25 Vam7, la GTPasa Ypt7 similar a Ras y el ortólogo de NSF, Sec18. [48]
Se sabe que varios complejos sustituyen de manera flexible una proteína por otra: dos Qa-SNARE en levaduras pueden sustituirse entre sí hasta cierto punto. Las levaduras que pierden el R-SNARE (Sec22p) aumentan automáticamente los niveles de un homólogo (Ykt6p) y lo utilizan de la misma manera. Aunque Drosophilae no puede sobrevivir a la pérdida del componente SNAP-25 , SNAP-24 puede reemplazarlo por completo. Y también en Drosophila , un R-SNARE que normalmente no se encuentra en las sinapsis puede sustituir a la sinaptobrevina . [6]
Las trampas también ocurren en plantas y se ha logrado cierta comprensión de su aparición y función. A menudo se ha descubierto que estos son esenciales para el transporte de vesículas , incluido el hallazgo de Zheng et al 1999 sobre el tráfico de vacuolas de Golgi . Gran parte de este estudio se ha realizado en Arabidopsis . [4]
