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Síntesis de péptidos

Acoplamiento de dos aminoácidos en solución. La amina desprotegida de uno reacciona con el grupo ácido carboxílico desprotegido del otro para formar un enlace peptídico . En este ejemplo, el segundo grupo reactivo (amina/ácido) en cada uno de los materiales de partida lleva un grupo protector .

En química orgánica , la síntesis de péptidos es la producción de péptidos , compuestos en los que varios aminoácidos se unen mediante enlaces amida, también conocidos como enlaces peptídicos . Los péptidos se sintetizan químicamente mediante la reacción de condensación del grupo carboxilo de un aminoácido con el grupo amino de otro. Las estrategias de grupos protectores suelen ser necesarias para evitar reacciones secundarias indeseables con las distintas cadenas laterales de aminoácidos. [1] La síntesis química de péptidos suele comenzar en el extremo carboxilo del péptido (extremo C) y avanza hacia el extremo amino ( extremo N ). [2] La biosíntesis de proteínas (péptidos largos) en los organismos vivos ocurre en la dirección opuesta.

La síntesis química de péptidos se puede llevar a cabo utilizando técnicas clásicas en fase solución, aunque estas han sido reemplazadas en la mayoría de los entornos de investigación y desarrollo por métodos en fase sólida (ver más abajo). [3] Además, la síntesis en fase solución conserva su utilidad en la producción a gran escala de péptidos para fines industriales.

La síntesis química facilita la producción de péptidos que son difíciles de expresar en bacterias, la incorporación de aminoácidos no naturales, la modificación de la estructura de péptidos/proteínas y la síntesis de proteínas D, que consisten en D-aminoácidos .

Síntesis en fase sólida

Esquema de síntesis de péptidos en fase sólida (SPPS).
Esquema de síntesis de péptidos en fase sólida (SPPS) sobre una resina como soporte sólido con aminoácidos protegidos . La desprotección se realiza habitualmente utilizando una base como la piperidina . A esto le sigue un paso de acoplamiento (se añade un aminoácido protegido) a la cadena peptídica en crecimiento. Se emplean reactivos de acoplamiento (p. ej., HBTU , HATU o DIC ) para ayudar a formar el enlace peptídico . La desprotección final va seguida de una escisión .

El método establecido para la producción de péptidos sintéticos en el laboratorio se conoce como síntesis de péptidos en fase sólida (SPPS). [2] Desarrollada por Robert Bruce Merrifield , [4] [5] la SPPS permite el ensamblaje rápido de una cadena peptídica a través de reacciones sucesivas de derivados de aminoácidos sobre un soporte de resina granulada hinchada con solvente macroscópicamente insoluble. [ cita requerida ]

El soporte sólido consiste en pequeñas perlas de resina polimérica funcionalizadas con grupos reactivos (como grupos amina o hidroxilo) que se unen a la cadena peptídica naciente. [2] Dado que el péptido permanece unido covalentemente al soporte durante toda la síntesis, el exceso de reactivos y productos secundarios se pueden eliminar mediante lavado y filtración. Este enfoque evita el aislamiento comparativamente lento del péptido producto de la solución después de cada paso de reacción, que sería necesario al utilizar la síntesis convencional en fase de solución. [ cita requerida ]

Cada aminoácido que se va a acoplar al extremo N de la cadena peptídica debe protegerse en su extremo N y en su cadena lateral utilizando grupos protectores apropiados como Boc (lábil a los ácidos) o Fmoc (lábil a las bases), dependiendo de la cadena lateral y de la estrategia de protección utilizada (ver a continuación). [1]

El procedimiento general de SPPS consiste en ciclos repetidos de reacciones alternas de desprotección y acoplamiento del extremo N. La resina se puede lavar entre cada paso. [2] Primero se acopla un aminoácido a la resina. Posteriormente, se desprotege la amina y luego se acopla con el grupo carboxilo activado del siguiente aminoácido que se va a añadir. Este ciclo se repite hasta que se haya sintetizado la secuencia deseada. Los ciclos de SPPS también pueden incluir pasos de protección que bloquean los extremos de los aminoácidos que no han reaccionado. Al final de la síntesis, el péptido crudo se escinde del soporte sólido mientras se eliminan simultáneamente todos los grupos protectores utilizando un reactivo como el ácido trifluoroacético. [2] El péptido crudo se puede precipitar a partir de un disolvente no polar como el éter dietílico para eliminar los subproductos orgánicos solubles. El péptido crudo se puede purificar utilizando HPLC de fase inversa . [6] [7] El proceso de purificación, especialmente de péptidos más largos, puede ser un desafío, porque se deben eliminar cantidades acumuladas de numerosos subproductos menores, que tienen propiedades similares al producto peptídico deseado. Por este motivo, los llamados procesos de cromatografía continua, como MCSGP, se utilizan cada vez más en entornos comerciales para maximizar el rendimiento sin sacrificar la pureza. [8]

La SPPS está limitada por los rendimientos de reacción debido a la acumulación exponencial de subproductos, y típicamente los péptidos y proteínas en el rango de 70 aminoácidos están empujando los límites de la accesibilidad sintética. [2] La dificultad sintética también depende de la secuencia; típicamente las secuencias propensas a la agregación como los amiloides [9] son ​​difíciles de hacer. Se puede acceder a longitudes más largas mediante el uso de enfoques de ligadura como la ligadura química nativa , donde dos péptidos sintéticos completamente desprotegidos más cortos se pueden unir en solución.

Reactivos de acoplamiento de péptidos

Una característica importante que ha permitido la amplia aplicación de SPPS es la generación de rendimientos extremadamente altos en el paso de acoplamiento. [2] Se requieren condiciones de formación de enlaces amida altamente eficientes . Para ilustrar el impacto de los rendimientos de acoplamiento subóptimos para una síntesis dada, considere el caso en el que cada paso de acoplamiento tuviera al menos un rendimiento del 99 %: esto daría como resultado un rendimiento bruto general del 77 % para un péptido de 26 aminoácidos (asumiendo un rendimiento del 100 % en cada desprotección); si cada acoplamiento fuera 95 % eficiente, el rendimiento general sería del 25 %. [10] [11] y agregando un exceso de cada aminoácido (entre 2 y 10 veces). La minimización de la racemización de aminoácidos durante el acoplamiento también es de vital importancia para evitar la epimerización en el producto peptídico final. [ cita requerida ]

La formación de enlaces amida entre una amina y un ácido carboxílico es lenta y, por lo tanto, suele requerir "reactivos de acoplamiento" o "activadores". Existe una amplia gama de reactivos de acoplamiento, debido en parte a su eficacia variable para acoplamientos particulares, [12] [13] muchos de estos reactivos están disponibles comercialmente.

Carbodiimidas

Formación de enlaces amida utilizando DIC/HOBt. [11]

Las carbodiimidas como la diciclohexilcarbodiimida (DCC) y la diisopropilcarbodiimida (DIC) se utilizan con frecuencia para la formación de enlaces amida. [11] La reacción se produce mediante la formación de una O -acilisourea altamente reactiva . Este intermedio reactivo es atacado por la amina N-terminal del péptido, formando un enlace peptídico. La formación de la O -acilisourea se produce más rápidamente en disolventes no polares como el diclorometano. [14]

El DIC es particularmente útil para SPPS, ya que como líquido se dispensa fácilmente y el subproducto urea se elimina fácilmente por lavado. Por el contrario, la carbodiimida relacionada 1-Etil-3-(3-dimetilaminopropil)carbodiimida (EDC) se utiliza a menudo para acoplamientos de péptidos en fase de solución, ya que su subproducto urea se puede eliminar por lavado durante el tratamiento acuoso . [11]

HOBt
hoat
Efecto del grupo vecino de HOAt

La activación de la carbodiimida abre la posibilidad de racemización del aminoácido activado. [11] La racemización se puede evitar con aditivos "supresores de la racemización" como los triazoles 1-hidroxi-benzotriazol (HOBt) y 1-hidroxi-7-aza-benzotriazol (HOAt). Estos reactivos atacan al intermediario O -acilisourea para formar un éster activo , que posteriormente reacciona con el péptido para formar el enlace peptídico deseado. [15] El cianohidroxiiminoacetato de etilo (Oxyma), un aditivo para el acoplamiento de carbodiimida, actúa como una alternativa a HOAt. [16]

Sales de amidinio y fosfonio

Para evitar la epimerización a través del intermedio O-acilisourea formado al usar un reactivo de carbodiimida, se puede emplear un reactivo de amidinio o fosfonio . Estos reactivos tienen dos partes: una fracción electrófila que desoxigena el ácido carboxílico ( azul ) y una fracción nucleofílica enmascarada ( rojo ). El ataque nucleofílico del ácido carboxílico sobre la fracción electrófila de amidinio o fosfonio conduce a un intermedio de vida corta que es rápidamente atrapado por el nucleófilo desenmascarado para formar el intermedio de éster activado y un subproducto de urea o fosforamida . Estos reactivos catiónicos tienen contraaniones no coordinantes como un hexafluorofosfato o un tetrafluoroborato . [10] La identidad de este anión generalmente se indica con la primera letra del acrónimo del reactivo, aunque la nomenclatura puede ser inconsistente. Por ejemplo, H BTU es una sal de hexafluorofosfato mientras que T BTU es una sal de tetrafluoroborato. Además de HBTU y HATU, otros reactivos comunes incluyen HCTU (6-ClHOBt), TCFH (cloruro) y COMU (ciano(hidroxiimino)acetato de etilo). Los reactivos de amidinio que incorporan fracciones de hidroxibenzotriazol pueden existir en forma N (guanadinio) o en forma O (uronio), pero la forma N es generalmente más estable. [17] Los reactivos de fosfonio incluyen BOP (HOBt), PyBOP (HOBt) y PyAOP (HOAt). [18] Aunque estos reactivos pueden conducir a los mismos intermedios de éster activado que un reactivo de carbodiimida, la tasa de activación es mayor debido a la alta electrofilicidad de estos reactivos catiónicos. [19] Los reactivos de amidinio son capaces de reaccionar con el extremo N-terminal del péptido para formar un subproducto guanidino inactivo , mientras que los reactivos de fosfonio no lo son. [20]

Anhídrido del ácido propanofosfónico

Desde finales de la década de 2000, el anhídrido de ácido propanofosfónico , que se vende comercialmente bajo varios nombres como "T3P", se ha convertido en un reactivo útil para la formación de enlaces amida en aplicaciones comerciales. Convierte el oxígeno del ácido carboxílico en un grupo saliente, cuyos subproductos de acoplamiento de péptidos son solubles en agua y se pueden eliminar fácilmente. En una comparación de rendimiento entre el anhídrido de ácido propanofosfónico y otros reactivos de acoplamiento de péptidos para la preparación de un fármaco nonapéptido, se encontró que este reactivo era superior a otros reactivos con respecto al rendimiento y la baja epimerización. [21]

Soportes sólidos

El poliestireno reticulado es el soporte sólido más común utilizado en SPPS.

Los soportes sólidos para la síntesis de péptidos se seleccionan por su estabilidad física, para permitir la filtración rápida de líquidos. Los soportes adecuados son inertes a los reactivos y solventes utilizados durante la SPPS y permiten la unión del primer aminoácido. [22] La hinchazón es de gran importancia porque la síntesis de péptidos ocurre dentro de los poros hinchados del soporte sólido. [23]

Los tres tipos principales de soportes sólidos son: soportes de tipo gel, soportes de tipo superficie y compuestos. [22] Las mejoras en los soportes sólidos utilizados para la síntesis de péptidos mejoran su capacidad para soportar el uso repetido de TFA durante el paso de desprotección de SPPS. [24] Se utilizan dos resinas principales, en función de si se desea un ácido carboxílico C-terminal o una amida. La resina Wang era, a partir de 1996 , la resina más utilizada para péptidos con ácidos carboxílicos C-terminales. [25] [ necesita actualización ]

Esquemas de protección de grupos

Como se describió anteriormente, el uso de grupos protectores de la cadena lateral y del extremo N es esencial durante la síntesis de péptidos para evitar reacciones secundarias indeseables, como el autoacoplamiento del aminoácido activado que conduce a la ( polimerización ). [1] Esto competiría con la reacción de acoplamiento de péptidos prevista, lo que daría como resultado un bajo rendimiento o incluso un fracaso total en la síntesis del péptido deseado. [ cita requerida ]

En la síntesis de péptidos en fase sólida se suelen utilizar dos esquemas principales de grupos protectores: los denominados enfoques Boc/bencilo y Fmoc/ terc -butilo. [2] La estrategia Boc/Bzl utiliza la protección N-terminal de Boc lábil a TFA junto con la protección de la cadena lateral que se elimina utilizando fluoruro de hidrógeno anhidro durante el paso de escisión final (con escisión simultánea del péptido del soporte sólido). Fmoc/tBu SPPS utiliza la protección N-terminal de Fmoc lábil a las bases , con protección de la cadena lateral y un enlace de resina que son lábiles a los ácidos (la escisión ácida final se lleva a cabo mediante tratamiento con TFA).

A continuación se describen con más detalle ambos enfoques, incluidas las ventajas y desventajas de cada uno.

Boc/Bzl SPPS

Escisión del grupo Boc

Antes de la aparición de SPPS, los métodos de solución para la síntesis química de péptidos dependían del terc -butiloxicarbonilo (abreviado 'Boc') como un grupo protector α-amino N-terminal temporal. El grupo Boc se elimina con ácido, como el ácido trifluoroacético (TFA). Esto forma un grupo amino cargado positivamente en presencia de un exceso de TFA (nótese que el grupo amino no está protonado en la imagen de la derecha), que se neutraliza y se acopla al aminoácido activado entrante. [26] La neutralización puede ocurrir antes del acoplamiento o in situ durante la reacción de acoplamiento básico.

El enfoque Boc/Bzl conserva su utilidad para reducir la agregación de péptidos durante la síntesis. [27] Además, el SPPS Boc/bencil puede ser preferible al enfoque Fmoc/ terc -butilo cuando se sintetizan péptidos que contienen fracciones sensibles a bases (como depsipéptidos o fracciones tioéster), ya que se requiere tratamiento con base durante el paso de desprotección de Fmoc (ver a continuación).

Los grupos protectores permanentes de la cadena lateral utilizados durante la SPPS con Boc/bencilo son típicamente grupos bencilo o basados ​​en bencilo. [1] La eliminación final del péptido del soporte sólido ocurre simultáneamente con la desprotección de la cadena lateral utilizando fluoruro de hidrógeno anhidro a través de escisión hidrolítica. El producto final es una sal de fluoruro que es relativamente fácil de solubilizar. Se deben agregar depuradores como el cresol al HF para evitar que los cationes reactivos generen subproductos no deseados.

Fmoc/aPor SPPS

Escisión del grupo Fmoc. El tratamiento de la amina protegida con Fmoc con piperidina da como resultado la abstracción de protones del grupo metino del sistema de anillo de fluorenilo . Esto conduce a la liberación de un carbamato , que se descompone en dióxido de carbono ( CO2 ) y la amina libre. También se genera dibenzofulveno . Esta reacción puede ocurrir debido a la acidez del protón de fluorenilo , que resulta de la estabilización del anión aromático formado. El subproducto dibenzofulveno puede reaccionar con nucleófilos como la piperidina (que está en gran exceso), o potencialmente con la amina liberada. [28]

El uso de la protección Fmoc N-terminal permite un esquema de desprotección más suave que el utilizado para Boc/Bzl SPPS, y este esquema de protección es verdaderamente ortogonal en condiciones SPPS. [29] La desprotección Fmoc utiliza una base, típicamente 20–50% piperidina en DMF . [22] La amina expuesta es por lo tanto neutra y, en consecuencia, no se requiere neutralización del péptido-resina, como en el caso del enfoque Boc/Bzl. Sin embargo, la falta de repulsión electrostática entre las cadenas peptídicas puede conducir a un mayor riesgo de agregación con Fmoc/ t Bu SPPS. Debido a que el grupo fluorenilo liberado es un cromóforo, la desprotección Fmoc se puede monitorear por absorbancia UV de la mezcla de reacción, una estrategia que se emplea en sintetizadores de péptidos automatizados.

La capacidad del grupo Fmoc de escindirse en condiciones básicas relativamente suaves y al mismo tiempo ser estable al ácido permite el uso de grupos protectores de cadena lateral como Boc y t Bu que pueden eliminarse en condiciones de escisión final (TFA) más suaves que las utilizadas para la escisión final en Boc/Bzl SPPS (HF). Los depuradores como el agua y el triisopropilsilano (TIPS) se añaden con mayor frecuencia durante la escisión final para evitar reacciones secundarias con especies catiónicas reactivas liberadas como resultado de la desprotección de la cadena lateral. Sin embargo, también se podrían utilizar muchos otros compuestos depuradores. [30] [31] [32] El péptido crudo resultante se obtiene como una sal de TFA, que es potencialmente más difícil de solubilizar que las sales de fluoruro generadas en Boc SPPS.

El Fmoc/ t Bu SPPS es menos económico en términos de átomos , ya que el grupo fluorenilo es mucho más grande que el grupo Boc. En consecuencia, los precios de los aminoácidos Fmoc eran altos hasta que comenzó la prueba piloto a gran escala de uno de los primeros fármacos peptídicos sintetizados, la enfuvirtida , en la década de 1990, cuando la demanda del mercado ajustó los precios relativos de los aminoácidos Fmoc frente a los Boc.

Otros grupos protectores

Benciloxi-carbonilo

El grupo (Z) es otro grupo protector de amina de tipo carbamato, descubierto por Leonidas Zervas a principios de la década de 1930 y que generalmente se agrega mediante reacción con cloroformiato de bencilo . [33]

Introducción del grupo protector Z a partir de la reacción con cloroformiato de bencilo (cloruro Z)

Se elimina en condiciones duras utilizando HBr en ácido acético o en condiciones más suaves de hidrogenación catalítica .

Esta metodología fue utilizada por primera vez en la síntesis de oligopéptidos por Zervas y Max Bergmann en 1932. [34] Por lo tanto, se la conoció como la síntesis de Bergmann-Zervas, que se caracterizó por "hacer época" y ayudó a establecer la química de péptidos sintéticos como un campo distinto. [33] Constituyó el primer método de laboratorio útil para la síntesis controlada de péptidos, permitiendo la síntesis de péptidos previamente inalcanzables con cadenas laterales reactivas, mientras que los aminoácidos protegidos con Z también evitan la racemización . [33] [34]

El uso del método de Bergmann-Zervas siguió siendo la práctica estándar en la química de péptidos durante dos décadas completas después de su publicación, reemplazado por métodos más nuevos (como el grupo protector Boc) a principios de la década de 1950. [33] Hoy en día, si bien se ha utilizado periódicamente para la protección de α-amina, se utiliza mucho más comúnmente para la protección de la cadena lateral.

Grupos de asignación y varios

El grupo protector aliloxicarbonilo (alloc) se utiliza a veces para proteger un grupo amino (o un grupo ácido carboxílico o alcohol) cuando se requiere un esquema de desprotección ortogonal. También se utiliza a veces cuando se lleva a cabo la formación de péptidos cíclicos sobre resina, donde el péptido está unido a la resina por un grupo funcional de cadena lateral. El grupo Alloc se puede eliminar utilizando tetrakis(trifenilfosfina)paladio(0) . [35]

Para aplicaciones especiales como pasos sintéticos que involucran microarreglos de proteínas , se utilizan grupos protectores a veces denominados "litográficos", que son susceptibles a la fotoquímica a una longitud de onda particular de luz y, por lo tanto, pueden eliminarse durante operaciones de tipo litográfico . [36] [37] [38] [39]

Formación de enlaces disulfuro regioselectivos

La formación de múltiples disulfuros nativos sigue siendo un desafío para la síntesis de péptidos nativos por métodos en fase sólida. La combinación aleatoria de cadenas generalmente da como resultado varios productos con enlaces disulfuro no nativos. [40] La formación escalonada de enlaces disulfuro es típicamente el método preferido y se realiza con grupos protectores de tiol. [41] Diferentes grupos protectores de tiol proporcionan múltiples dimensiones de protección ortogonal. Estas cisteínas protegidas ortogonalmente se incorporan durante la síntesis en fase sólida del péptido. La eliminación sucesiva de estos grupos, para permitir la exposición selectiva de grupos tiol libres, conduce a la formación de disulfuro de manera escalonada. El orden de eliminación de los grupos debe considerarse de modo que solo se elimine un grupo a la vez.

Los grupos protectores de tiol utilizados en la síntesis de péptidos que requieren la formación posterior de enlaces disulfuro regioselectivos deben poseer múltiples características. [42] [43] En primer lugar, deben ser reversibles con condiciones que no afecten a las cadenas laterales desprotegidas. En segundo lugar, el grupo protector debe poder soportar las condiciones de la síntesis en fase sólida. En tercer lugar, la eliminación del grupo protector de tiol debe ser tal que deje intactos otros grupos protectores de tiol, si se desea una protección ortogonal. Es decir, la eliminación de PG A no debe afectar a PG B. Algunos de los grupos protectores de tiol comúnmente utilizados incluyen los grupos acetamidometilo (Acm), terc -butilo (But), 3-nitro-2-piridina sulfenilo (NPYS), 2-piridina-sulfenilo (Pyr) y tritilo (Trt). [42] Es importante destacar que el grupo NPYS puede reemplazar al PG Acm para producir un tiol activado. [44]

Utilizando este método, Kiso y colaboradores informaron la primera síntesis total de insulina en 1993. [45] En este trabajo, la cadena A de insulina se preparó con los siguientes grupos protectores en su lugar en sus cisteínas: CysA6(But), CysA7(Acm) y CysA11(But), dejando a CysA20 desprotegida. [45]

Síntesis de péptidos asistida por microondas

La síntesis de péptidos asistida por microondas se ha utilizado para completar secuencias de péptidos largas con altos grados de rendimiento y bajos grados de racemización. [46] [47]

Síntesis de péptidos en fase sólida de flujo continuo

El primer artículo relacionado con la síntesis de péptidos en flujo continuo se publicó en 1986, [48] pero debido a limitaciones técnicas, no fue hasta principios de la década de 2010 cuando más grupos académicos comenzaron a utilizar el flujo continuo para la síntesis rápida de péptidos. [49] [50] Las ventajas del flujo continuo sobre los métodos tradicionales por lotes es la capacidad de calentar reactivos con un buen control de temperatura, lo que permite la velocidad de la cinética de reacción y minimiza las reacciones secundarias. [51] Los tiempos de ciclo varían de 30 segundos a 6 minutos, dependiendo de las condiciones de reacción y el exceso de reactivo.

Gracias al análisis en línea, como la espectroscopia UV/Vis y el uso del reactor de flujo de lecho variable (VBFR) que monitorea el volumen de resina, se puede identificar la agregación en la resina y evaluar la eficiencia del acoplamiento. [52]

Sintetizar péptidos largos

La elongación por pasos, en la que los aminoácidos se conectan paso a paso a su vez, es ideal para péptidos pequeños que contienen entre 2 y 100 residuos de aminoácidos. Otro método es la condensación de fragmentos , en la que se acoplan fragmentos de péptidos. [53] [54] [55] Aunque el primero puede alargar la cadena peptídica sin racemización , el rendimiento disminuye si solo se utiliza en la creación de péptidos largos o altamente polares. La condensación de fragmentos es mejor que la elongación por pasos para sintetizar péptidos largos sofisticados, pero su uso debe restringirse para proteger contra la racemización. La condensación de fragmentos también es indeseable ya que el fragmento acoplado debe estar en exceso, lo que puede ser una limitación dependiendo de la longitud del fragmento. [56]

Un nuevo desarrollo para producir cadenas peptídicas más largas es la ligadura química : las cadenas peptídicas desprotegidas reaccionan de forma quimioselectiva en solución acuosa. Un primer producto controlado cinéticamente se reorganiza para formar el enlace amida. La forma más común de ligadura química nativa utiliza un tioéster peptídico que reacciona con un residuo de cisteína terminal. [57]

Otros métodos aplicables para unir covalentemente polipéptidos en solución acuosa incluyen el uso de inteínas divididas , [58] la formación espontánea de enlaces isopeptídicos [59] y la ligadura de sortasa . [60]

Con el fin de optimizar la síntesis de péptidos largos , se desarrolló un método en Medicon Valley para convertir secuencias de péptidos . [ cita requerida ] La pre-secuencia simple (por ejemplo, lisina (Lysn); ácido glutámico (Glun); (LysGlu)n) que se incorpora en el extremo C del péptido para inducir una estructura similar a una hélice alfa . Esto puede aumentar potencialmente la vida media biológica , mejorar la estabilidad del péptido e inhibir la degradación enzimática sin alterar la actividad farmacológica o el perfil de acción. [61] [62]

Péptidos cíclicos

Sobre la ciclización de la resina

Los péptidos se pueden ciclar en un soporte sólido. Se puede utilizar una variedad de reactivos de ciclización, como HBTU/HOBt/DIEA, PyBop/DIEA, PyClock/DIEA. [63] Los péptidos de cabeza a cola se pueden preparar en el soporte sólido. La desprotección del extremo C en algún punto adecuado permite la ciclización en resina mediante la formación de un enlace amida con el extremo N desprotegido. Una vez que se ha producido la ciclización, el péptido se escinde de la resina mediante acidólisis y se purifica. [64] [65]

La estrategia para la síntesis en fase sólida de péptidos cíclicos no se limita a la unión a través de cadenas laterales de Asp, Glu o Lys. La cisteína tiene un grupo sulfhidrilo muy reactivo en su cadena lateral. Se crea un puente disulfuro cuando un átomo de azufre de una cisteína forma un enlace covalente simple con otro átomo de azufre de una segunda cisteína en una parte diferente de la proteína. Estos puentes ayudan a estabilizar las proteínas, especialmente las secretadas por las células. Algunos investigadores utilizan cisteínas modificadas utilizando S-acetomidometil (Acm) para bloquear la formación del enlace disulfuro pero preservar la cisteína y la estructura primaria original de la proteína. [66]

Ciclización fuera de resina

La ciclización fuera de resina es una síntesis en fase sólida de intermediarios clave, seguida de la ciclización clave en fase de solución; la desprotección final de cualquier cadena lateral enmascarada también se lleva a cabo en fase de solución. Esto tiene las desventajas de que las eficiencias de la síntesis en fase sólida se pierden en los pasos de la fase de solución, que se requiere purificación de subproductos, reactivos y material no convertido, y que se pueden formar oligómeros no deseados si está involucrada la formación de macrociclos . [67]

El uso de ésteres de pentafluorofenilo (FDPP, [68] PFPOH [69] ) y BOP-Cl [70] son ​​útiles para ciclar péptidos.

Historia

El primer péptido protegido fue sintetizado por Theodor Curtius en 1882 y el primer péptido libre fue sintetizado por Emil Fischer en 1901. [3]

Véase también

Referencias

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Lectura adicional

Enlaces externos

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