La espectrometría de masas en tándem , también conocida como MS/MS o MS 2 , es una técnica de análisis instrumental en la que se realizan dos o más etapas de análisis utilizando uno o más analizadores de masas con un paso de reacción adicional entre estos análisis para aumentar sus capacidades para analizar muestras químicas. [1] Un uso común de la espectrometría de masas en tándem es el análisis de biomoléculas , como proteínas y péptidos .
Las moléculas de una muestra dada se ionizan y el primer espectrómetro (designado MS1 ) separa estos iones por su relación masa-carga (a menudo expresada como m/z o m/Q). Los iones de una relación m/z particular que provienen de MS1 se seleccionan y luego se dividen en iones fragmentos más pequeños , por ejemplo, por disociación inducida por colisión , reacción ion-molécula o fotodisociación . Estos fragmentos se introducen luego en el segundo espectrómetro de masas ( MS2 ), que a su vez separa los fragmentos por su relación m/z y los detecta . El paso de fragmentación permite identificar y separar iones que tienen relaciones m/z muy similares en espectrómetros de masas regulares.
Estructura
Las configuraciones típicas de instrumentación de espectrometría de masas en tándem incluyen espectrómetro de masas de triple cuadrupolo (QqQ), espectrómetro de masas multisectorial , trampa de iones, cuadrupolo-tiempo de vuelo (Q-TOF), resonancia ciclotrónica de iones por transformada de Fourier (FT-ICR) y espectrómetros de masas híbridos. [2]
Espectómetro de masas de triple cuadrupolo
Los espectrómetros de masas de triple cuadrupolo utilizan el primer y tercer cuadrupolo como filtros de masa. Cuando los analitos pasan por el segundo cuadrupolo, la fragmentación se produce por colisión con el gas. [ cita requerida ]
Tiempo de vuelo cuadrupolo (Q-TOF)
El espectrómetro de masas Q-TOF combina instrumentos cuadrupolos y TOF, que juntos permiten realizar experimentos de fragmentación que producen cuantificaciones de masas de alta precisión para iones de producto. Este es un método de espectrometría de masas en el que las proporciones de iones fragmentados ( m / z ) se determinan a través de una medición del tiempo de vuelo. [ cita requerida ]
Espectómetro de masas híbrido
El espectrómetro de masas híbrido consta de más de dos analizadores de masas.
Instrumentación
Esquema de espectrometría de masas en tándem
Se pueden lograr múltiples etapas de separación del análisis de masas con elementos de espectrómetro de masas individuales separados en el espacio o utilizando un solo espectrómetro de masas con los pasos de MS separados en el tiempo. Para la espectrometría de masas en tándem en el espacio, los diferentes elementos a menudo se indican en una abreviatura, indicando el tipo de selector de masas utilizado. [ cita requerida ]
Tándem en el espacio
Diagrama de triple cuadrupolo; y ejemplo de espectrometría de masas en tándem en el espacio
En la espectrometría de masas en tándem en el espacio , los elementos de separación están físicamente separados y son distintos, aunque existe una conexión física entre los elementos para mantener un alto vacío . Estos elementos pueden ser sectores , cuadrupolos de transmisión o de tiempo de vuelo. Cuando se utilizan múltiples cuadrupolos, pueden actuar como analizadores de masas y cámaras de colisión. [ cita requerida ]
La notación común para los analizadores de masas es Q : analizador de masas cuadrupolo; q : cuadrupolo de colisión de radiofrecuencia ; TOF : analizador de masas de tiempo de vuelo ; B : sector magnético y E : sector eléctrico. La notación se puede combinar para indicar varios instrumentos híbridos, por ejemplo, QqQ' : espectrómetro de masas de triple cuadrupolo ; QTOF : espectrómetro de masas de cuadrupolo de tiempo de vuelo (también QqTOF ); y BEBE : espectrómetro de masas de cuatro sectores (geometría inversa).
Tándem en el tiempo
Un espectrómetro de masas con trampa de iones es un ejemplo de un instrumento de espectrometría de masas en tándem en el tiempo.
Al realizar la espectrometría de masas en tándem en el tiempo , la separación se logra con iones atrapados en el mismo lugar, con múltiples pasos de separación que tienen lugar a lo largo del tiempo. Se puede utilizar un instrumento de trampa de iones cuadrupolar o de resonancia ciclotrónica de iones por transformada de Fourier (FTICR) para dicho análisis. [3] Los instrumentos de trampa pueden realizar múltiples pasos de análisis, lo que a veces se denomina MS n (MS a la n ). [4] A menudo, el número de pasos, n , no se indica, pero ocasionalmente se especifica el valor; por ejemplo, MS 3 indica tres etapas de separación. Los instrumentos de MS en tándem en el tiempo no utilizan los modos que se describen a continuación, pero normalmente recopilan toda la información de un escaneo de iones precursores y un escaneo de iones padre de todo el espectro. Cada configuración instrumental utiliza un modo único de identificación de masas. [ cita requerida ]
Tándem en el espacio en modo MS/MS
Cuando se realiza una espectrometría de masas en tándem con un diseño en el espacio, el instrumento debe funcionar en uno de los distintos modos. Hay varias configuraciones experimentales de espectrometría de masas en tándem/espectrometría de masas y cada modo tiene sus propias aplicaciones y proporciona información diferente. La espectrometría de masas en tándem en el espacio utiliza el acoplamiento de dos componentes del instrumento que miden el mismo rango de espectro de masas pero con un fraccionamiento controlado entre ellos en el espacio, mientras que la espectrometría de masas en tándem en el tiempo implica el uso de una trampa de iones . [ cita requerida ]
Hay cuatro experimentos de escaneo principales posibles usando MS/MS: escaneo de iones precursores, escaneo de iones de producto, escaneo de pérdida neutra y monitoreo de reacción seleccionada.
Para un escaneo de iones precursores, el ion producto se selecciona en el segundo analizador de masas y las masas de los precursores se escanean en el primer analizador de masas. Nótese que el ion precursor [5] es sinónimo de ion padre [6] y el ion producto [7] de ion hijo; [8] sin embargo, se desaconseja el uso de estos términos antropomórficos. [9] [10]
En un escaneo de iones de producto, se selecciona un ion precursor en la primera etapa, se lo deja fragmentar y luego todas las masas resultantes se escanean en el segundo analizador de masas y se detectan en el detector que se ubica después del segundo analizador de masas. Este experimento se realiza comúnmente para identificar transiciones utilizadas para cuantificación mediante espectrometría de masas en tándem.
En un escaneo de pérdida neutra, el primer analizador de masas escanea todas las masas. El segundo analizador de masas también escanea, pero con un desfase establecido con respecto al primer analizador de masas. [11] Este desfase corresponde a una pérdida neutra que se observa comúnmente para la clase de compuestos. En un escaneo de pérdida neutra constante, se monitorean todos los precursores que experimentan la pérdida de un neutro común especificado. Para obtener esta información, ambos analizadores de masas se escanean simultáneamente, pero con un desfase de masa que se correlaciona con la masa del neutro especificado. De manera similar al escaneo de iones precursores, esta técnica también es útil en la identificación selectiva de clases de compuestos estrechamente relacionadas en una mezcla.
En el modo de monitorización de reacciones seleccionadas , ambos analizadores de masas se configuran en una masa seleccionada. Este modo es análogo al modo de monitorización de iones seleccionados para experimentos de espectrometría de masas. Un modo de análisis selectivo que puede aumentar la sensibilidad. [12]
Fragmentación
La fragmentación de iones en fase gaseosa es esencial para la espectrometría de masas en tándem y se produce entre las distintas etapas del análisis de masas. Existen muchos métodos que se utilizan para fragmentar los iones y estos pueden dar lugar a distintos tipos de fragmentación y, por lo tanto, a información diferente sobre la estructura y la composición de la molécula. [13]
Fragmentación en el código fuente
A menudo, el proceso de ionización es lo suficientemente violento como para dejar los iones resultantes con suficiente energía interna para fragmentarse dentro del espectrómetro de masas. Si los iones del producto persisten en su estado de no equilibrio durante un tiempo moderado antes de la autodisociación, este proceso se denomina fragmentación metaestable . [14] La fragmentación por boquilla-skimmer se refiere a la inducción intencionada de la fragmentación en la fuente mediante el aumento del potencial de la boquilla-skimmer en instrumentos generalmente basados en electrospray . Aunque la fragmentación en la fuente permite el análisis de la fragmentación, técnicamente no es espectrometría de masas en tándem a menos que los iones metaestables se analicen o seleccionen en masa antes de la autodisociación y se realice una segunda etapa de análisis en los fragmentos resultantes. La fragmentación en la fuente se puede utilizar en lugar de la espectrometría de masas en tándem mediante el uso de la tecnología de Anotación de Fragmentación en Fuente Mejorada (EISA) que genera una fragmentación que coincide directamente con los datos de la espectrometría de masas en tándem. [15] Los fragmentos observados por EISA tienen una intensidad de señal más alta que los fragmentos tradicionales que sufren pérdidas en las celdas de colisión de los espectrómetros de masas en tándem. [16] EISA permite la adquisición de datos de fragmentación en analizadores de masas MS1, como instrumentos de tiempo de vuelo y de cuadrupolo simple. La fragmentación en la fuente se utiliza a menudo además de la espectrometría de masas en tándem (con fragmentación posterior a la fuente) para permitir dos pasos de fragmentación en un experimento de tipo pseudo MS 3. [17]
Disociación inducida por colisión
La fragmentación posterior a la fuente es lo que se utiliza con mayor frecuencia en un experimento de espectrometría de masas en tándem. También se puede agregar energía a los iones, que generalmente ya están excitados vibracionalmente, a través de colisiones posteriores a la fuente con átomos o moléculas neutrales, la absorción de radiación o la transferencia o captura de un electrón por un ion con carga múltiple. La disociación inducida por colisión (CID), también llamada disociación activada por colisión (CAD), implica la colisión de un ion con un átomo o molécula neutral en la fase gaseosa y la posterior disociación del ion. [18] [19] Por ejemplo, considere
donde el ion AB + choca con la especie neutra M y posteriormente se desintegra. Los detalles de este proceso se describen mediante la teoría de colisiones . Debido a la diferente configuración instrumental, son posibles dos tipos principales de CID: (i) tipo haz (en el que los iones precursores se fragmentan en el vuelo) [20] y (ii) tipo trampa de iones (en el que los iones precursores primero quedan atrapados y luego se fragmentan). [21] [22]
Un tercer tipo de fragmentación por CID, más reciente, es la disociación por colisión de alta energía (HCD, por sus siglas en inglés). La HCD es una técnica de CID específica de los espectrómetros de masas orbitrap en la que la fragmentación tiene lugar fuera de la trampa de iones, [23] [24] sucede en la celda de la HCD (en algunos instrumentos denominada "multipolar de enrutamiento de iones"). [25] La HCD es una fragmentación de tipo trampa que ha demostrado tener características de tipo haz. [26] [27] Existen bases de datos de espectrometría de masas en tándem de alta resolución a gran escala disponibles de forma gratuita (por ejemplo, METLIN con 850 000 estándares moleculares, cada uno con datos experimentales de CID MS/MS), [28] y se utilizan normalmente para facilitar la identificación de moléculas pequeñas.
Métodos de captura y transferencia de electrones
La energía liberada cuando un electrón es transferido o capturado por un ion con carga múltiple puede inducir fragmentación. [29]
La ETD no utiliza electrones libres, sino que emplea aniones radicales (por ejemplo, antraceno o azobenceno ) para este propósito:
donde A es el anión. [34]
La ETD corta aleatoriamente a lo largo de la cadena principal del péptido (iones c y z) mientras que las cadenas laterales y las modificaciones como la fosforilación se dejan intactas. La técnica solo funciona bien para iones con estados de carga más altos (z>2), sin embargo, en relación con la disociación inducida por colisión (CID), la ETD es ventajosa para la fragmentación de péptidos más largos o incluso proteínas enteras. Esto hace que la técnica sea importante para la proteómica de arriba hacia abajo . Al igual que la ECD, la ETD es eficaz para péptidos con modificaciones como la fosforilación. [35]
La disociación por transferencia de electrones y colisión de alta energía (EThcD) es una combinación de ETD y HCD donde el precursor peptídico se somete inicialmente a una reacción ion/ion con aniones de fluoranteno en una trampa de iones lineal , que genera iones c y z. [31] [36] En el segundo paso, la fragmentación de todos los iones de HCD se aplica a todos los iones derivados de ETD para generar iones b e y antes del análisis final en el analizador orbitrap. [23] Este método emplea fragmentación dual para generar espectros MS/MS ricos en iones y, por lo tanto, en datos para la secuenciación de péptidos y la localización de PTM . [37]
Disociación por transferencia de electrones negativa
La fragmentación también puede ocurrir con una especie desprotonada, en la que un electrón se transfiere de la especie a un reactivo catiónico en una disociación por transferencia de electrones negativa (NETD): [38]
La NETD es compatible con la fragmentación de péptidos y proteínas a lo largo de la cadena principal en el enlace C α -C. Los fragmentos resultantes suelen ser iones de productos de tipo • y x.
Disociación por desprendimiento de electrones
La disociación por desprendimiento de electrones (EDD) es un método para fragmentar especies aniónicas en espectrometría de masas. [39] Sirve como un modo de contrapartida negativa para la disociación por captura de electrones. Los iones con carga negativa se activan mediante la irradiación con electrones de energía cinética moderada. El resultado es la expulsión de electrones de la molécula iónica original , lo que provoca la disociación mediante recombinación. [ cita requerida ]
Disociación por transferencia de carga
Recientemente se ha demostrado que la reacción entre péptidos con carga positiva y reactivos catiónicos, [40] también conocida como disociación por transferencia de carga (CTD), [41] es una vía de fragmentación de alta energía alternativa para péptidos con estado de carga baja (1+ o 2+). El mecanismo propuesto de CTD utilizando cationes de helio como reactivo es:
Los informes iniciales indican que la CTD provoca la escisión del enlace C α -C de la cadena principal de péptidos y proporciona iones de producto de tipo • y x.
Fotodisociación
La energía necesaria para la disociación se puede añadir mediante la absorción de fotones , lo que da lugar a la fotodisociación iónica y se representa mediante
donde representa el fotón absorbido por el ion. Se pueden utilizar láseres ultravioleta, pero pueden provocar una fragmentación excesiva de las biomoléculas. [42]
La radiación de cuerpo negro se puede utilizar para la fotodisociación en una técnica conocida como disociación radiactiva infrarroja de cuerpo negro (BIRD). [44] En el método BIRD, toda la cámara de vacío del espectrómetro de masas se calienta para crear luz infrarroja . BIRD utiliza esta radiación para excitar vibraciones cada vez más energéticas de los iones, hasta que se rompe un enlace, creando fragmentos. [44] [45] Esto es similar a la disociación multifotónica infrarroja que también utiliza luz infrarroja, pero de una fuente diferente. [19] BIRD se utiliza con mayor frecuencia con la espectrometría de masas por resonancia ciclotrónica de iones por transformada de Fourier . [ cita requerida ]
Disociación inducida por la superficie
Con la disociación inducida por superficie (SID), la fragmentación es el resultado de la colisión de un ion con una superficie bajo alto vacío. [46] [47] Hoy en día, la SID se utiliza para fragmentar una amplia gama de iones. Hace años, solo era común usar SID en especies de masa más baja y carga simple porque los métodos de ionización y las tecnologías de analizadores de masas no eran lo suficientemente avanzados para formar, transmitir o caracterizar adecuadamente iones de alto m/z. Con el tiempo, las superficies monocapa autoensambladas (SAM) compuestas de CF 3 (CF 2 ) 10 CH 2 CH 2 S en oro han sido las superficies de colisión más utilizadas para SID en un espectrómetro tándem. Las SAM han actuado como los objetivos de colisión más deseables debido a sus masas efectivas característicamente grandes para la colisión de iones entrantes. Además, estas superficies están compuestas de cadenas rígidas de fluorocarbono , que no amortiguan significativamente la energía de los iones del proyectil. Las cadenas de fluorocarbono también son beneficiosas debido a su capacidad para resistir la transferencia fácil de electrones desde la superficie del metal a los iones entrantes. [48] La capacidad de SID para producir subcomplejos que permanecen estables y proporcionan información valiosa sobre la conectividad no tiene comparación con ninguna otra técnica de disociación. Dado que los complejos producidos a partir de SID son estables y mantienen la distribución de carga en el fragmento, esto produce un espectro único en el que el complejo se centra alrededor de una distribución m/z más estrecha. Los productos de SID y la energía a la que se forman reflejan las fortalezas y la topología del complejo. Los patrones de disociación únicos ayudan a descubrir la estructura cuaternaria del complejo. La distribución de carga simétrica y la dependencia de la disociación son exclusivas de SID y hacen que los espectros producidos sean distintivos de cualquier otra técnica de disociación. [48]
La técnica SID también es aplicable a la espectrometría de masas por movilidad iónica (IM-MS). Tres métodos diferentes para esta técnica incluyen el análisis de la caracterización de la topología, la conectividad entre subunidades y el grado de desdoblamiento de la estructura de la proteína. El análisis del desdoblamiento de la estructura de la proteína es la aplicación más comúnmente utilizada de la técnica SID. Para la espectrometría de masas por movilidad iónica (IM-MS), SID se utiliza para la disociación de los precursores activados de origen de tres tipos diferentes de complejos proteicos: proteína C reactiva (CRP), transtiretina (TTR) y concanavalina A (Con A). Este método se utiliza para observar el grado de desdoblamiento de cada uno de estos complejos. Para esta observación, SID mostró las estructuras de los iones precursores que existen antes de la colisión con la superficie. IM-MS utiliza el SID como una medida directa de la conformación de cada subunidad de la proteína. [49]
La resonancia ciclotrónica iónica por transformada de Fourier (FTICR) puede proporcionar una resolución ultraalta y una alta precisión de masa a los instrumentos que toman mediciones de masa. Estas características hacen que los espectrómetros de masas FTICR sean una herramienta útil para una amplia variedad de aplicaciones, como varios experimentos de disociación [50] como la disociación inducida por colisión (CID, disociación por transferencia de electrones (ETD), [51] y otros. Además, la disociación inducida por superficie se ha implementado con este instrumento para el estudio de la fragmentación de péptidos fundamentales. Específicamente, la SID se ha aplicado al estudio de la energética y la cinética de la fragmentación en fase gaseosa dentro de un instrumento ICR. [52] Este enfoque se ha utilizado para comprender la fragmentación en fase gaseosa de péptidos protonados, iones peptídicos de electrones impares, complejos de ligando-péptido no covalentes y grupos de metales ligados. [ cita requerida ]
Proteómica cuantitativa
La proteómica cuantitativa se utiliza para determinar la cantidad relativa o absoluta de proteínas en una muestra. [53] [54] [55] Varios métodos de proteómica cuantitativa se basan en la espectrometría de masas en tándem. La MS/MS se ha convertido en un procedimiento de referencia para la elucidación estructural de biomoléculas complejas. [56]
Un método comúnmente utilizado para la proteómica cuantitativa es el etiquetado con etiquetas isobáricas. El etiquetado con etiquetas isobáricas permite la identificación y cuantificación simultánea de proteínas de múltiples muestras en un solo análisis. Para cuantificar las proteínas, los péptidos se etiquetan con etiquetas químicas que tienen la misma estructura y masa nominal, pero varían en la distribución de isótopos pesados en su estructura. Estas etiquetas, comúnmente denominadas etiquetas de masa en tándem, están diseñadas de modo que la etiqueta de masa se escinda en una región de enlace específica tras una disociación inducida por colisión (HCD) de mayor energía durante la espectrometría de masas en tándem, lo que produce iones indicadores de diferentes masas. La cuantificación de proteínas se logra comparando las intensidades de los iones indicadores en los espectros MS/MS. Dos etiquetas isobáricas disponibles comercialmente son los reactivos iTRAQ y TMT. [ cita requerida ]
Etiquetas isobáricas para cuantificación relativa y absoluta (iTRAQ)
Marcado isobárico para espectrometría de masas en tándem: las proteínas se extraen de las células, se digieren y se marcan con marcadores de la misma masa. Cuando se fragmentan durante la espectrometría de masas/espectrometría de masas, los iones indicadores muestran la cantidad relativa de péptidos en las muestras.
Una etiqueta isobárica para cuantificación relativa y absoluta (iTRAQ) es un reactivo para espectrometría de masas en tándem que se utiliza para determinar la cantidad de proteínas de diferentes fuentes en un solo experimento. [57] [58] [59]
Utiliza moléculas marcadas con isótopos estables que pueden formar un enlace covalente con el extremo N y las aminas de la cadena lateral de las proteínas. Los reactivos iTRAQ se utilizan para marcar péptidos de diferentes muestras que se agrupan y analizan mediante cromatografía líquida y espectrometría de masas en tándem. La fragmentación de la etiqueta adjunta genera un ion reportero de baja masa molecular que se puede utilizar para cuantificar relativamente los péptidos y las proteínas de las que se originaron. [ cita requerida ]
Etiqueta de masa en tándem (TMT)
Una etiqueta de masa en tándem (TMT) es una etiqueta química de masa isobárica que se utiliza para la cuantificación e identificación de proteínas. [60] Las etiquetas contienen cuatro regiones: indicador de masa, enlace escindible, normalización de masa y grupo reactivo de proteína. Los reactivos TMT se pueden utilizar para analizar simultáneamente de 2 a 11 muestras de péptidos diferentes preparadas a partir de células, tejidos o fluidos biológicos. Los desarrollos recientes permiten analizar hasta 16 e incluso 18 muestras (16plex o 18plex respectivamente). [61] [62] Hay tres tipos de reactivos TMT disponibles con diferentes reactividades químicas: (1) un grupo funcional éster NHS reactivo para etiquetar aminas primarias (TMTduplex, TMTsixplex, TMT10plex más TMT11-131C), (2) un grupo funcional yodoacetilo reactivo para etiquetar sulfhidrilos libres (iodoTMT) y (3) un grupo funcional alcoxiamina reactivo para etiquetar carbonilos (aminoxyTMT).
DIA multiplexada (plexDIA)
El progreso en la adquisición independiente de datos (DIA) permitió la proteómica cuantitativa multiplexada con etiquetas de masa no isobáricas y un nuevo método llamado plexDIA introducido en 2021. [63] Este nuevo enfoque aumenta la cantidad de puntos de datos al paralelizar tanto las muestras como los péptidos, logrando así ganancias multiplicativas. Tiene el potencial de seguir escalando el rendimiento proteómico con nuevas etiquetas de masa y algoritmos. [64] [65] plexDIA es aplicable tanto a muestras masivas [66] como de células individuales y es particularmente potente para la proteómica de células individuales. [67] [68]
Aplicaciones
Péptidos
Traza cromatográfica (arriba) y espectro de masas en tándem (abajo) de un péptido
La espectrometría de masas en tándem se puede utilizar para la secuenciación de proteínas . [69] Cuando las proteínas intactas se introducen en un analizador de masas, esto se denomina " proteómica de arriba hacia abajo " y cuando las proteínas se digieren en péptidos más pequeños y posteriormente se introducen en el espectrómetro de masas, esto se denomina " proteómica de abajo hacia arriba ". La proteómica de escopeta es una variante de la proteómica de abajo hacia arriba en la que las proteínas de una mezcla se digieren antes de la separación y la espectrometría de masas en tándem. [ cita requerida ]
La espectrometría de masas en tándem puede producir una etiqueta de secuencia de péptidos que se puede utilizar para identificar un péptido en una base de datos de proteínas. [70] [71] [72] Se ha desarrollado una notación para indicar fragmentos de péptidos que surgen de un espectro de masas en tándem. [73] Los iones de fragmentos de péptidos se indican con a, b o c si la carga se mantiene en el extremo N y con x, y o z si la carga se mantiene en el extremo C. El subíndice indica el número de residuos de aminoácidos en el fragmento. Los superíndices se utilizan a veces para indicar pérdidas neutrales además de la fragmentación de la cadena principal, * para la pérdida de amoníaco y ° para la pérdida de agua. Aunque la escisión de la cadena principal del péptido es la más útil para la secuenciación y la identificación de péptidos, se pueden observar otros iones de fragmentos en condiciones de disociación de alta energía. Estos incluyen los iones de pérdida de cadena lateral d, v, w e iones de amonio [74] [75] y iones de fragmentos específicos de secuencia adicionales asociados con residuos de aminoácidos particulares. [76]
Oligosacáridos
Los oligosacáridos pueden secuenciarse utilizando espectrometría de masas en tándem de una manera similar a la secuenciación de péptidos. [77] La fragmentación ocurre generalmente en ambos lados del enlace glucosídico (iones b, c, y y z), pero también en condiciones más energéticas a través de la estructura del anillo de azúcar en una escisión de anillo cruzado (iones x). Nuevamente, los subíndices finales se utilizan para indicar la posición de la escisión a lo largo de la cadena. Para los iones de escisión de anillo cruzado, la naturaleza de la escisión de anillo cruzado se indica mediante superíndices anteriores. [78] [79]
Oligonucleótidos
La espectrometría de masas en tándem se ha aplicado a la secuenciación de ADN y ARN . [80] [81] Se ha propuesto una notación para la fragmentación en fase gaseosa de iones de oligonucleótidos . [82]
Detección de recién nacidos
La detección precoz de recién nacidos es el proceso de realizar pruebas a los recién nacidos para detectar enfermedades genéticas , endocrinológicas , metabólicas y hematológicas tratables . [83] [84] El desarrollo de la detección mediante espectrometría de masas en tándem a principios de los años 1990 condujo a una gran expansión de enfermedades metabólicas congénitas potencialmente detectables que afectan los niveles sanguíneos de ácidos orgánicos. [85]
Análisis de moléculas pequeñas
Se ha demostrado que los datos de espectrometría de masas en tándem son altamente consistentes en todas las plataformas de instrumentos y fabricantes, incluidos los instrumentos de tiempo de vuelo cuadrupolo (QTOF) y Q Exactive, especialmente a 20 eV. [86]
Limitación
La espectrometría de masas en tándem no se puede aplicar para análisis de células individuales, ya que no es sensible a analizar cantidades tan pequeñas de una célula. Estas limitaciones se deben principalmente a una combinación de producción ineficiente de iones y pérdidas de iones dentro de los instrumentos debido a fuentes de ruido químico de los solventes. [87]
Perspectivas de futuro
La espectrometría de masas en tándem será una herramienta útil para la caracterización de proteínas, complejos nucleoproteicos y otras estructuras biológicas. Sin embargo, aún quedan algunos desafíos por resolver, como el análisis de la caracterización cuantitativa y cualitativa del proteoma. [88]
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Enlaces externos
Introducción a la espectrometría de masas por la Dra. Alison E. Ashcroft Archivado el 8 de agosto de 2020 en Wayback Machine
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