Citometría de flujo

Esto se debe a que los componentes internos de las células dispersan la luz.

Para analizar tejidos sólidos es posible preparar en primera instancia una suspensión de células.

La adquisición es mediada por un software presente en un ordenador físicamente conectado al citómetro de flujo.

Existen protocolos específicos para hacer la separación en gates, proceso conocido como gating, tanto para propósitos clínicos como diagnósticos.

Ya que los diferentes compuestos fluorescentes utilizados para hacer el marcado poseen espectros de emisión que con frecuencia se solapan,[5]​ las señales recogidas por los detectores deben ser compensadas tanto electrónica como computacionalmente.

Los datos acumulados por los citómetros pueden ser analizados utilizando diferentes softwares, tales como por ejemplo WinMDI[6]​ (el único que es freeware), Flowjo, FCS Express, VenturiOne, CellQuest Pro, o Cytospec.

Los progresos recientes en la identificación automática de poblaciones utilizando métodos computacionales ha ofrecido una alternativa a las estrategias tradicionales del gating.

Los sistemas automatizados de identificación podrían, potencialmente, ayudar a encontrar poblaciones extremadamente pequeñas, raras, y ocultas.

Los métodos automatizados más representativos incluyen al FLOCK[8]​ en Immunology Database and Analysis Portal (ImmPort),[9]​ FLAME[10]​ GenePattern y flowClust,[11]​[12]​[13]​ en Bioconductor.

El acrónimo FACS es una marca registrada perteneciente a Becton, Dickinson and Company.

[15]​ Entre la gran mayoría de los investigadores que utilizan esta tecnología ya sea para la clasificación o el análisis, este término ha pasado a ser genérico en el uso común, al igual que xerox o kleenex.

La técnica fue ampliada luego por Len Herzenberg, quien fue el responsable de acuñar el término FACS.

El flujo está dispuesto de manera que existe una gran separación entre células en relación con su diámetro.

En algunos sistemas, la carga se aplica directamente a la corriente de líquido, y como resultado la gotita que se desprende retiene carga del mismo signo que la aplicada.

Luego de que la gotita se desprende, el anillo recupera una carga neutra.

[18]​ Esta lista es realmente larga y se encuentra en continua expansión, por citar sólo algunos ejemplos: La tecnología de la citometría de flujo tiene aplicaciones en numerosos campos, incluyendo la biología molecular, inmunología, biología vegetal y marina.

En biología marina se ha explotado las propiedades autofluorescentes del plancton fotosintético para caracterizar abundancia y estructura comunitaria.

Análisis de una muestra de agua marina conteniendo picoplancton fotosintético por medio de citometría de flujo mostrando tres poblaciones diferentes ( Prochlorococcus , Synechococcus , y picoeucariotas )
Esquema de disposición de elementos en un citómetro de flujo. Una fuente emisora de luz monocromática, usualmente un haz de luz láser (A) envía un rayo que es colimado (L1) y enfocado (L2) por medio de lentes sobre la cámara de flujo laminar (C), luego de atravesar la cámara el rayo de luz directa es detenido por una pantalla (s), mientras que la luz dispersada es enfocada por otra lente (L3) sobre un fotodiodo (D1), esto constituye el detector de dispersión frontal (FSC). La luz dispersada lateralmente y la fluorescencia se enfocan por medio de una lente sobre un espejo dicroico (M) que refleja la mayor parte de la luz de igual longitud de onda a la producida por la fuente (A), atraviesa un filtro (F1) e incide sobre un detector. Esto constituye el sistema de detección de dispersión lateral (SSC).La luz que no es reflejada por el espejo dicroico, ya que tiene una longitud de onda diferente a la emitida, lo atraviesa e incide sobre un filtro interferencial (F2) que puede ser ajustado para una determinada longitud de onda, discriminando así entre diferentes fluoróforos, para finalmente incidir sobre un tubo fotomultiplicador (D3), esto constituye el detector lateral de fluorescencia (SFL).
Aspecto del frente de un citómetro de flujo - en este caso se trata del Fluorescence activated cell sorter (FACSCalibur) de Becton-Dickinson
Scatterplot de fluorescencia versus dispersión lateral, de una muestra de sangre entera, el programa ha separado automáticamente las poblaciones basándose en un algoritmo de proximidad a centroides . En color cian se observa la población de neutrófilos + basófilos , en magenta la de linfocitos , en verde monocitos , en rojo la de eosinófilos y por debajo las plaquetas y eritrocitos fantasma
Fluorescence Assisted Cell Sorting (FACS)
Fluorescence Assisted Cell Sorting (FACS)