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Código de barras del ADN de los hongos

El código de barras de ADN fúngico es el proceso de identificación de especies del reino biológico Fungi mediante la amplificación y secuenciación de secuencias de ADN específicas y su comparación con secuencias depositadas en una base de datos de código de barras de ADN como la base de datos de referencia ISHAM, [1] o el Barcode of Life Data System (BOLD). En este intento, el código de barras de ADN se basa en genes universales que están presentes idealmente en todos los hongos con el mismo grado de variación de secuencia. La variación interespecífica, es decir, la variación entre especies, en el gen de código de barras de ADN elegido debe superar la variación intraespecífica (dentro de la especie). [2]

Un problema fundamental en la sistemática de los hongos es la existencia de estadios teleomórficos y anamórficos en sus ciclos de vida. Estos morfos suelen diferir drásticamente en su apariencia fenotípica , lo que impide una asociación directa del anamorfo asexual con el teleomorfo sexual. Además, las especies de hongos pueden comprender múltiples cepas que pueden variar en su morfología o en rasgos como la utilización de carbono y nitrógeno, lo que a menudo ha llevado a su descripción como especies diferentes, produciendo finalmente largas listas de sinónimos. [3] El código de barras de ADN de hongos puede ayudar a identificar y asociar los estadios anamórficos y teleomórficos de los hongos, y a través de eso reducir la multitud confusa de nombres de hongos. Por esta razón, los micólogos fueron de los primeros en encabezar la investigación de la discriminación de especies por medio de secuencias de ADN, [3] [4] [5] [6] [7] [8] al menos 10 años antes de la propuesta de código de barras de ADN para animales por Paul DN Hebert y colegas en 2003, quienes popularizaron el término "código de barras de ADN". [9] [10]

El éxito de la identificación de hongos mediante secuencias de código de barras de ADN depende del aspecto cuantitativo (completitud) y cualitativo (nivel de identificación) de la base de datos de referencia. Sin una base de datos que cubra un amplio rango taxonómico de hongos, muchas consultas de identificación no darán como resultado una coincidencia satisfactoriamente cercana. De la misma manera, sin un esfuerzo sustancial de conservación para mantener los registros en un alto nivel taxonómico de identificación, las consultas, incluso cuando puedan tener una coincidencia cercana o exacta en la base de datos de referencia, no serán informativas si la coincidencia más cercana solo se identifica a nivel de filo o clase . [11] [12]

Otro requisito fundamental para la codificación de barras de ADN es la capacidad de rastrear de forma inequívoca la procedencia de los datos de la codificación de barras de ADN hasta el espécimen original muestreado, el llamado espécimen de referencia. Esta es una práctica común en biología junto con la descripción de nuevos taxones , donde los especímenes de referencia, en los que se basa la descripción taxonómica, se convierten en los especímenes tipo . Cuando la identidad de un determinado taxón (o una secuencia genética en el caso de la codificación de barras de ADN) está en duda, el espécimen original puede volver a examinarse para revisar e idealmente resolver el problema. Los especímenes de referencia deben estar claramente etiquetados como tales, incluido un identificador de comprobante permanente que conecte de forma inequívoca el espécimen con los datos de la codificación de barras de ADN derivados de él. Además, estos especímenes de referencia deben depositarse en repositorios de acceso público como colecciones científicas o herbarios para preservarlos para futuras referencias y facilitar la investigación que involucre a los especímenes depositados. [13]

Marcadores de ADN con código de barras

Espaciador transcrito interno (ITS): el código de barras fúngico primario

Repeticiones en tándem del grupo de genes eucariotas de ADNr que contienen las secuencias genéticas de las subunidades 18S, 5.8S y 28S del ribosoma . ETS: espaciador transcrito externo; ITS: espaciadores transcritos internos 1 y 2, numerados a partir del extremo 5'; NTS: espaciador no transcrito.

En los hongos, el espaciador transcrito interno ( ITS ) es una región de aproximadamente 600 pares de bases de longitud en el grupo de genes de repetición en tándem ribosomal del genoma nuclear . La región está flanqueada por las secuencias de ADN para la subunidad pequeña ribosomal (SSU) o subunidad 18S en el extremo 5', y por la subunidad grande (LSU) o subunidad 28S en el extremo 3'. [14] [15] El espaciador transcrito interno en sí consta de dos partes, ITS1 e ITS2 , que están separadas entre sí por la subunidad 5.8S anidada entre ellas. Al igual que las subunidades 18S y 28S flanqueantes, la subunidad 5.8S contiene una secuencia de ADN altamente conservada, ya que codifican partes estructurales del ribosoma , que es un componente clave en la síntesis de proteínas intracelulares .

Debido a varias ventajas de ITS (ver a continuación) y una cantidad integral de datos de secuencia acumulados en la década de 1990 y principios de la década de 2000, Begerow et al. (2010) y Schoch et al. (2012) propusieron la región ITS como la región de código de barras de ADN primaria para la identificación genética de hongos . [12] [2]

UNITE [16] es una base de datos de códigos de barras ITS abierta para hongos y todos los demás eucariotas.

Cebadores

Las regiones flanqueantes conservadas de 18S y 28S sirven como puntos de anclaje para los cebadores utilizados para la amplificación por PCR de la región ITS . [17] Además, la región anidada 5.8S conservada permite la construcción de cebadores "internos", es decir, cebadores que se unen a secuencias complementarias dentro de la región ITS. White et al. (1990) propusieron dichos cebadores internos, denominados ITS2 e ITS3, junto con los cebadores flanqueantes ITS1 e ITS4 en la subunidad 18S y 28S, respectivamente. [17] Debido a su aplicabilidad casi universal a la secuenciación de ITS en hongos, estos cebadores todavía se utilizan ampliamente en la actualidad. Toju et al. (2012) han propuesto cebadores optimizados específicamente para la secuenciación de ITS en Dikarya (que comprende Basidiomycota y Ascomycota ). [18]

Para la mayoría de los hongos, los cebadores ITS propuestos por White et al. (1990) se han convertido en los cebadores estándar utilizados para la amplificación por PCR. Estos cebadores son: [17]

Ventajas y desventajas

Una ventaja importante de usar la región ITS como marcador molecular y código de barras de ADN fúngico es que todo el grupo de genes ribosomales está dispuesto en repeticiones en tándem, es decir, en múltiples copias. [15] Esto permite su amplificación por PCR y secuenciación de Sanger incluso a partir de pequeñas muestras de material (siempre que el ADN no esté fragmentado debido a la edad u otras influencias degenerativas ). [14] Por lo tanto, generalmente se observa una alta tasa de éxito de PCR al amplificar ITS . Sin embargo, esta tasa de éxito varía mucho entre los grupos de hongos, desde el 65% en los no Dikarya (incluidos los ahora parafiléticos Mucoromycotina , Chytridiomycota y Blastocladiomycota ) hasta el 100% en Saccharomycotina y Basidiomycota [2] (con la excepción de un éxito muy bajo en Pucciniomycotina ). [19] Además, la elección de cebadores para la amplificación de ITS puede introducir sesgos hacia ciertos grupos de hongos taxonómicos . [20] Por ejemplo, los cebadores ITS "universales" [17] no logran amplificar alrededor del 10% de las muestras de hongos analizadas. [19]

Las repeticiones en tándem del grupo de genes ribosomales causan el problema de la heterogeneidad significativa de la secuencia intragenómica observada entre las copias ITS de varios grupos de hongos. [21] [22] [23] En la secuenciación de Sanger, esto hará que las lecturas de la secuencia ITS de diferentes longitudes se superpongan entre sí, lo que potencialmente hará que el cromatógrafo resultante sea ilegible. Además, debido a la naturaleza no codificante de la región ITS que puede conducir a una cantidad sustancial de indels , es imposible alinear de manera consistente las secuencias ITS de especies altamente divergentes para análisis filogenéticos a mayor escala. [9] [14] El grado de heterogeneidad de la secuencia intragenómica se puede investigar con más detalle a través de la clonación molecular de las secuencias ITS inicialmente amplificadas por PCR, seguida de la secuenciación de los clones. Este procedimiento de amplificación inicial por PCR, seguido de la clonación de los amplicones y, finalmente, la secuenciación de los productos de PCR clonados es el método más común para obtener secuencias de ITS para la codificación de barras de ADN de muestras ambientales, en las que puede estar presente simultáneamente una multitud de especies fúngicas diferentes. Sin embargo, este método de secuenciación después de la clonación rara vez se realizó para las secuencias de ITS que componen las bibliotecas de referencia utilizadas para la identificación asistida por códigos de barras de ADN, lo que potencialmente dio como resultado una subestimación de la variación de secuencias de ITS existente en muchas muestras. [24]

La media aritmética ponderada de la variabilidad intraespecífica (dentro de la especie) de los ITS entre los hongos es del 2,51%. Esta variabilidad, sin embargo, puede variar desde el 0%, por ejemplo en Serpula lacrymans (n=93 muestras), pasando por el 0,19% en Tuber melanosporum (n=179) hasta el 15,72% en Rhizoctonia solani (n=608), o incluso el 24,75% en Pisolithus tinctorius (n=113). En casos de alta variabilidad intraespecífica de los ITS , la aplicación de un umbral de variabilidad de secuencia del 3% (un valor superior canónico para la variación intraespecífica) conducirá, por lo tanto, a una estimación más alta de las unidades taxonómicas operativas (UTO), es decir, las especies putativas, de las que realmente hay en una muestra. [25] En el caso de especies de hongos de relevancia médica, un umbral más estricto de variabilidad de ITS del 2,5 % permite que solo alrededor del 75 % de todas las especies se identifiquen con precisión a nivel de especie. [1]

Por otra parte, los complejos de especies o especies hermanas morfológicamente bien definidos, pero evolutivamente jóvenes , pueden diferir solo (si es que lo hacen) en unos pocos nucleótidos de las secuencias ITS . Confiar únicamente en los datos del código de barras ITS para la identificación de dichos pares de especies o complejos puede oscurecer la diversidad real y podría conducir a una identificación errónea si no se acompaña de la investigación de características morfológicas y ecológicas y/o la comparación de marcadores genéticos de diagnóstico adicionales . [19] [24] [26] [27] Para algunos taxones, ITS (o su parte ITS2 ) no es lo suficientemente variable como código de barras de ADN fúngico, como por ejemplo se ha demostrado en Aspergillus , Cladosporium , Fusarium y Penicillium . [28] [29] [30] [31] Los esfuerzos para definir un valor umbral universalmente aplicable de variabilidad ITS que demarque la variabilidad intraespecífica de la interespecífica (entre especies) siguen siendo inútiles. [25]

Sin embargo, la probabilidad de una correcta identificación de especies con la región ITS es alta en Dikarya , y especialmente en Basidiomycota , donde incluso la parte ITS1 es a menudo suficiente para identificar las especies. [32] Sin embargo, su poder de discriminación es parcialmente reemplazado por el de la subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II dirigida por ADN (ver también más abajo). [2]

Debido a las deficiencias del ITS como código de barras de ADN fúngico primario, se expresó la necesidad de establecer un segundo marcador de código de barras de ADN. [9] Se realizaron varios intentos para establecer otros marcadores genéticos que pudieran servir como códigos de barras de ADN adicionales, [19] [33] [34] similar a la situación en las plantas , donde los genes plastidiales rbcL , matK y trnH-psbA , así como el ITS nuclear , a menudo se utilizan en combinación para el código de barras de ADN. [35]

Factor de elongación traslacional 1α (TEF1α): el código de barras secundario de los hongos

El factor de elongación traduccional 1α es parte del complejo del factor de elongación eucariota 1 , cuya función principal es facilitar la elongación de la cadena de aminoácidos de un polipéptido durante el proceso de traducción de la expresión genética . [36]

Stielow et al. (2015) investigaron el gen TEF1α , entre otros, como posible marcador genético para el código de barras del ADN fúngico. El gen TEF1α que codifica el factor de elongación traduccional 1α generalmente se considera que tiene una tasa de mutación lenta y, por lo tanto, generalmente es más adecuado para investigar divisiones más antiguas en una etapa más profunda de la historia filogenética de un grupo de organismos. A pesar de esto, los autores concluyen que TEF1α es el candidato más prometedor para un marcador de código de barras de ADN adicional en hongos, ya que también presenta regiones de secuencia con tasas de mutación más altas. [19] Después de esto, se estableció una base de datos de referencia con control de calidad y se fusionó con la base de datos ISHAM-ITS previamente existente para códigos de barras de ADN ITS fúngicos [1] para formar la base de datos ISHAM. [37]

TEF1α se ha utilizado con éxito para identificar una nueva especie de Cantharellus de Texas y distinguirla de una especie morfológicamente similar. [38] Sin embargo, en los géneros Ochroconis y Verruconis (Sympoventuriaceae, Venturiales), el marcador no permite distinguir todas las especies. [39] TEF1α también se ha utilizado en análisis filogenéticos a nivel de género, por ejemplo, en el caso de Cantharellus [40] y el entomopatógeno Beauveria [41] , y para la filogenética de linajes fúngicos de divergencia temprana. [42]

Cebadores

Los cebadores TEF1α utilizados en la selección a gran escala del rendimiento de los candidatos a genes de código de barras de ADN de Stielow et al. (2015) fueron el cebador directo EF1-983F con la secuencia 5'-GCYCCYGGHCAYCGTGAYTTYAT-3' y el cebador inverso EF1-1567R con la secuencia 5'-ACHGTRCCRATACCACCRATCTT-3' . [41] Además, se desarrolló una serie de cebadores nuevos, y el par de cebadores en negrita dio como resultado un alto éxito de amplificación promedio del 88 %: [19]

Los cebadores utilizados para la investigación de Rhizophydiales y especialmente Batrachochytrium dendrobatidis , un patógeno de anfibios, son el cebador directo tef1F con la secuencia de nucleótidos 5'-TACAARTGYGGTGGTATYGACA-3' , y el cebador inverso tef1R con la secuencia 5'-ACNGACTTGACYTCAGTRGT-3' . [43] Estos cebadores también amplificaron con éxito la mayoría de las especies de Cantharellus investigadas por Buyck et al. (2014), con la excepción de unas pocas especies para las que se desarrollaron cebadores más específicos: el cebador directo tef-1Fcanth con la secuencia 5'-AGCATGGGTDCTYGACAAG-3' , y el cebador inverso tef-1Rcanth con la secuencia 5'-CCAATYTTRTAYACATCYTGGAG-3' . [40]

Dominio D1/D2 del ARN ribosómico de LSU

El dominio D1/D2 es parte de la subunidad grande nuclear ( 28S ) del ARN ribosómico y, por lo tanto, se encuentra en el mismo grupo de genes de repetición en tándem ribosómico que el espaciador transcrito interno ( ITS ). Pero a diferencia de las secuencias ITS no codificantes, el dominio D1/D2 contiene una secuencia codificante. Con alrededor de 600 pares de bases, tiene aproximadamente la misma longitud de secuencia de nucleótidos que ITS , [44] lo que hace que la amplificación y la secuenciación sean bastante sencillas, una ventaja que ha llevado a la acumulación de una gran cantidad de datos de secuencias D1/D2 , especialmente para levaduras . [3] [7] [44]

En cuanto a la identificación molecular de levaduras basidiomicetosas, D1/D2 (o ITS ) se puede utilizar solo. [44] Sin embargo, Fell et al. (2000) y Scorzetti et al. (2002) recomiendan el análisis combinado de las regiones D1/D2 e ITS , [3] [44] una práctica que más tarde se convirtió en la información estándar requerida para describir nuevos taxones de levaduras asco- y basidiomicetosas. [14] Al intentar identificar linajes fúngicos divergentes tempranos, el estudio de Schoch et al. (2012), que compara el rendimiento de identificación de diferentes marcadores genéticos, mostró que la subunidad grande (así como la subunidad pequeña ) del ARN ribosómico funciona mejor que ITS o RPB1 . [2]

Cebadores

En el caso de las levaduras basidiomicetosas, el cebador directo F63 con la secuencia 5'-GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3' y el cebador inverso LR3 con la secuencia 5'-GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3' se han utilizado con éxito para la amplificación por PCR del dominio D1/D23. [3] El dominio D1/D2 de las levaduras ascomicetosas como Candida se puede amplificar con el cebador directo NL-1 (igual que F63 ) y el cebador inverso NL-4 (igual que LR3 ). [6]

Subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II

ARN polimerasa II eucariota de Saccharomyces cerevisiae [45] , con la subunidad RPB1 coloreada en rojo . Otras subunidades: RPB3 – naranja , RPB11 – amarillo , RPB2 – trigo , RPB6 – rosa ; las siete subunidades restantes están en color gris.

La subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II es la subunidad más grande de la ARN polimerasa II . En Saccharomyces cerevisiae , está codificada por el gen RPO21 . [46] El éxito de la amplificación por PCR de RPB1 depende en gran medida del taxón, y varía entre el 70 y el 80 % en Ascomycota y el 14 % en los linajes fúngicos de divergencia temprana. [2] Aparte de los linajes de divergencia temprana, RPB1 tiene una alta tasa de identificación de especies en todos los grupos de hongos. En Pezizomycotina, una especie rica, incluso supera a ITS. [2]

En un estudio que comparó el rendimiento de identificación de cuatro genes, RPB1 estuvo entre los genes más efectivos al combinar dos genes en el análisis: el análisis combinado con ITS o con el ARN ribosómico de subunidad grande produjo el mayor éxito de identificación. [2]

Otros estudios también utilizaron RPB2 , la segunda subunidad más grande de la ARN polimerasa II, por ejemplo para estudiar las relaciones filogenéticas entre especies del género Cantharellus [40] o para un estudio filogenético que arroja luz sobre las relaciones entre los linajes de divergencia temprana en el reino fúngico. [42]

Cebadores

Los cebadores que amplifican con éxito RPB1, especialmente en Ascomycota, son el cebador directo RPB1-Af con la secuencia 5'-GARTGYCCDGGDCAYTTYGG-3' y el cebador inverso RPB1-Ac-RPB1-Cr con la secuencia 5'-CCNGCDATNTCRTTRTCCATRTA-3' . [2]

Espaciador intergénico (IGS) de genes de ARN ribosómico

El espaciador intergénico ( IGS ) es la región de ADN no codificante entre las repeticiones en tándem individuales del grupo de genes ribosómicos en el genoma nuclear , a diferencia del espaciador transcrito interno (ITS) que está situado dentro de estas repeticiones en tándem.

El IGS se ha utilizado con éxito para la diferenciación de cepas de Xanthophyllomyces dendrorhous [47] así como para la distinción de especies en el género psicrofílico Mrakia ( Cystofilobasidiales ). [48] Debido a estos resultados, el IGS se ha recomendado como un marcador genético para la diferenciación adicional (junto con D1/D2 e ITS ) de especies estrechamente relacionadas e incluso cepas dentro de una especie en levaduras basidiomicetos. [3]

El reciente descubrimiento de genes de ARN no codificantes adicionales en la región IGS de algunos basidiomicetos advierte contra el uso acrítico de secuencias IGS para códigos de barras de ADN y propósitos filogenéticos. [49]

Otros marcadores genéticos

El gen de la subunidad I de la citocromo c oxidasa ( COI ) supera al ITS en la codificación de barras del ADN de las especies de Penicillium (Ascomycota), con códigos de barras específicos de la especie para el 66 % de las especies investigadas frente al 25 % en el caso del ITS . Además, una parte del gen de la β-tubulina A ( BenA ) muestra una resolución taxonómica más alta para distinguir las especies de Penicillium en comparación con el COI y el ITS . [50] Sin embargo, en el complejo Aspergillus niger , estrechamente relacionado , el COI no es lo suficientemente variable para la discriminación de especies. [51] En Fusarium , el COI muestra parálogos en muchos casos, y las copias homólogas no son lo suficientemente variables para distinguir las especies. [52]

El COI también tiene un desempeño deficiente en la identificación de royas basidiomicetos del orden Pucciniales debido a la presencia de intrones . Incluso cuando se supera el obstáculo de los intrones, el ITS y el ARNr LSU ( 28S ) superan al COI como marcador de código de barras de ADN. [53] En la subdivisión Agaricomycotina , el éxito de la amplificación por PCR fue pobre para el COI , incluso con múltiples combinaciones de cebadores. Las muestras de COI secuenciadas con éxito también incluyeron intrones y posibles copias parálogas, como se informó para Fusarium . [52] [54] Se encontró que Agaricus bisporus contenía hasta 19 intrones, lo que hace que el gen COI de esta especie sea el más largo registrado, con 29.902 nucleótidos. [55] Aparte de los problemas sustanciales de la secuenciación del COI , el COI y el ITS generalmente funcionan igualmente bien para distinguir los hongos basidiomicetos. [54]

Lewis et al. (2011) investigaron la topoisomerasa I ( TOP1 ) como un candidato adicional a código de barras de ADN basándose en datos del proteoma , y ​​Stielow et al. (2015) probaron posteriormente en muestras realesel par de cebadores universales desarrollado [33] . El cebador directo TOP1_501-F con la secuencia 5'-TGTAAAACGACGGCCAGT-ACGAT-ACTGCCAAGGTTTTCCGTACHTACAACGC-3' (donde la primera sección marca la cola del cebador directo universal M13, la segunda parte consiste en ACGAT un espaciador y la tercera parte el cebador real) y el cebador inverso TOP1_501-R con 5'-CAGGAAACAGCTATGA-CCCAGTCCTCGTCAACWGACTTRATRGCCCA-3' (la primera sección marca la cola del cebador inverso universal M13, la segunda parte el cebador inverso TOP1 real) amplifican un fragmento de aproximadamente 800 pares de bases. [19]

Se descubrió que TOP1 era un candidato prometedor para un código de barras de ADN como marcador para ascomicetos, donde puede distinguir especies de los géneros Fusarium y Penicillium , en los que el código de barras ITS primario tiene un rendimiento deficiente. Sin embargo, se observa un éxito deficiente de amplificación con los cebadores universales TOP1 en linajes fúngicos de divergencia temprana y basidiomicetos, excepto Pucciniomycotina (donde el éxito de la PCR ITS es deficiente). [19]

Al igual que TOP1 , la fosfoglicerato quinasa ( PGK ) se encontraba entre los marcadores genéticos investigados por Lewis et al. (2011) y Stielow et al. (2015) como posibles códigos de barras de ADN fúngico adicionales. Se desarrolló una serie de cebadores universales, [33] siendo el par de cebadores PGK533, que amplifica un fragmento de alrededor de 1000 pares de bases, el más exitoso en la mayoría de los hongos excepto en los basidiomicetos. Al igual que TOP1 , PGK es superior a ITS en la diferenciación de especies en géneros de ascomicetos como Penicillium y Fusarium , y tanto PGK como TOP1 funcionan tan bien como TEF1α en la distinción de especies estrechamente relacionadas en estos géneros. [19]

Aplicaciones

Seguridad alimentaria

Un proyecto de ciencia ciudadana investigó el consenso entre el etiquetado de hongos secos comercializados y los resultados de los códigos de barras de ADN de estos hongos. Se encontró que todas las muestras estaban correctamente etiquetadas. Sin embargo, un obstáculo fue la falta de fiabilidad de las bases de datos de referencia de ITS en términos del nivel de identificación, ya que las dos bases de datos (GenBank y UNITE) utilizadas para la comparación de secuencias de ITS dieron resultados de identificación diferentes en algunas de las muestras. [56] [57]

Raja et al. (2016) también investigaron el etiquetado correcto de los hongos destinados al consumo, quienes utilizaron la región ITS para el código de barras del ADN de hongos secos, polvos de micelio y cápsulas de suplementos dietéticos . En solo el 30% de las 33 muestras, la etiqueta del producto indicaba correctamente el nombre binomial del hongo. En otro 30%, el nombre del género era correcto, pero el epíteto de la especie no coincidía, y en el 15% de los casos ni siquiera el nombre del género del nombre binomial que figuraba en la etiqueta del producto coincidía con el resultado del código de barras ITS obtenido . Para el 25% restante de las muestras, no se pudo obtener ninguna secuencia ITS . [58]

Xiang et al. (2013) demostraron que utilizando secuencias ITS , el hongo oruga Ophiocordyceps sinensis, de gran valor comercial, y sus versiones falsificadas ( O. nutans , O. robertsii , Cordyceps cicadae , C. gunnii , C. militaris y la planta Ligularia hodgsonii ) se pueden identificar de manera confiable hasta el nivel de especie. [59]

Hongos patógenos

Un estudio de Vi Hoang et al. (2019) se centró en la precisión de la identificación de hongos patógenos utilizando los marcadores de código de barras primarios ( ITS ) y secundarios ( TEF1α ). Sus resultados muestran que en Diutina (un segregante de Candida [60] ) y Pichia , la identificación de especies es sencilla con el ITS o el TEF1α , así como con una combinación de ambos. En el conjunto de Lodderomyces , que contiene tres de las cinco especies patógenas más comunes de Candida ( C. albicans , C. dubliniensis y C. parapsilosis ), el ITS no logró distinguir Candida orthopsilosis y C. parapsilosis , que forman parte del complejo Candida parapsilosis de especies estrechamente relacionadas. [61] TEF1α , por otro lado, permitió la identificación de todas las especies investigadas del clado Lodderomyces . Se obtuvieron resultados similares para las especies de Scedosporium , a las que se atribuye una amplia gama de enfermedades localizadas e invasivas: ITS no pudo distinguir entre S. apiospermum y S. boydii , mientras que con TEF1α se pudieron identificar con precisión todas las especies investigadas de este género. Por lo tanto, este estudio destaca la utilidad de aplicar más de un marcador de código de barras de ADN para la identificación de especies de hongos. [62]

Conservación del patrimonio cultural

El código de barras de ADN fúngico se ha aplicado con éxito a la investigación del fenómeno de foxing , una preocupación importante en la conservación de documentos en papel . Sequeira et al. (2019) secuenciaron ITS de manchas de foxing y encontraron que Chaetomium globosum , Ch. murorum , Ch. nigricolor , Chaetomium sp., Eurotium rubrum , Myxotrichum deflexum , Penicillium chrysogenum , P. citrinum , P. commune , Penicillium sp. y Stachybotrys chartarum habitan en las manchas de papel investigadas. [63]

Otro estudio investigó hongos que actúan como agentes biodeterioradores en la Catedral Vieja de Coimbra , parte de la Universidad de Coimbra , Patrimonio de la Humanidad de la UNESCO . Al secuenciar el código de barras ITS de diez muestras con Sanger clásico , así como con técnicas de secuenciación de próxima generación de Illumina , identificaron 49 especies de hongos. Aspergillus versicolor , Cladosporium cladosporioides , C. sphaerospermum , C. tenuissimum , Epicoccum nigrum , Parengyodontium album , Penicillium brevicompactum , P. crustosum , P. glabrum , Talaromyces amestolkiae y T. stollii fueron las especies más comunes aisladas de las muestras. [64]

Otro estudio sobre objetos de patrimonio cultural investigó la diversidad de hongos en un cuadro de Paula Rego utilizando la subregión ITS2 del marcador ITS . En total, se observaron 387 OTU (especies putativas) en 117 géneros de 13 clases diferentes de hongos. [65]

Véase también

Referencias

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