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Cultivo celular 3D

Un cultivo celular 3D es un entorno creado artificialmente en el que se permite que las células biológicas crezcan o interactúen con su entorno en las tres dimensiones. A diferencia de los entornos 2D (por ejemplo, una placa de Petri ), un cultivo celular 3D permite que las células in vitro crezcan en todas las direcciones, de forma similar a como lo harían in vivo . [1] Estos cultivos tridimensionales suelen cultivarse en biorreactores, pequeñas cápsulas en las que las células pueden crecer hasta convertirse en esferoides o colonias de células 3D. Por lo general, se cultivan aproximadamente 300 esferoides por biorreactor. [1]

Fondo

Los cultivos celulares en 3D se han utilizado en la investigación durante varias décadas. [2] Uno de los primeros enfoques registrados para su desarrollo fue a principios del siglo XX, con los esfuerzos de Alexis Carrel para desarrollar métodos para cultivos de tejidos in vitro prolongados. [3] Los primeros estudios en los años 80, dirigidos por Mina Bissell del Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley , destacaron la importancia de las técnicas 3D para crear modelos de cultivo in vitro precisos. Este trabajo se centró en la importancia de la matriz extracelular y la capacidad de los cultivos en matrices 3D artificiales para producir estructuras multicelulares fisiológicamente relevantes, como estructuras acinares en modelos de tejido mamario sano y canceroso. Estas técnicas se han aplicado a modelos de enfermedades in vitro utilizados para evaluar las respuestas celulares a compuestos farmacéuticos. [4]

En un informe de la subvención SBIR del NIH de 1988, Eric Simon demostró que el electrohilado podía utilizarse para producir esteras fibrosas de poliestireno y policarbonato a escala nanométrica y submicrométrica (ahora conocidas como andamios) específicamente diseñadas para su uso como sustratos celulares in vitro. Este uso temprano de redes fibrosas electrohiladas para el cultivo celular y la ingeniería de tejidos demostró que varios tipos de células, incluidos los fibroblastos del prepucio humano (HFF), el carcinoma humano transformado (HEp-2) y el epitelio pulmonar de visón (MLE), se adherirían a las fibras y proliferarían sobre ellas. Se observó que, a diferencia de la morfología aplanada que se observa típicamente en el cultivo 2D, las células cultivadas en las fibras electrohiladas exhibían una morfología tridimensional redondeada más histotípica que se observa generalmente in vivo. [5]

El cultivo de células en 3D, al emular aspectos esenciales del entorno in vivo, incluidas las interacciones entre las células y la matriz extracelular, permite recrear fielmente la arquitectura estructural y las funciones especializadas de los tejidos normales o los tumores en un entorno de laboratorio. Este enfoque modela de manera auténtica las condiciones y los procesos de los tejidos vivos, produciendo respuestas similares a las observadas in vivo. Desde su inicio en la década de 1970, el cultivo de células en 3D ha proporcionado información importante sobre los mecanismos que regulan la homeostasis tisular y el cáncer. [6] Además, ha acelerado la investigación traslacional en los ámbitos de la biología del cáncer y la ingeniería de tejidos. [7]

Propiedades

En el tejido vivo, las células existen en microambientes 3D con intrincadas interacciones célula-célula y célula-matriz y dinámicas de transporte complejas para nutrientes y células. [8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] [15] [16] Los cultivos celulares 2D estándar, o monocapa, son representaciones inadecuadas de este entorno, lo que a menudo los convierte en predictores poco confiables de la eficacia y toxicidad de los fármacos in vivo . [17] [14] Los esferoides 3D se parecen más al tejido in vivo en términos de comunicación celular y desarrollo de matrices extracelulares . [1] Estas matrices ayudan a las células a poder moverse dentro de su esferoide de manera similar a como se moverían las células en el tejido vivo. [10] Los esferoides son, por tanto, modelos mejorados para la migración , diferenciación , supervivencia y crecimiento celular. [15] Además, los cultivos de células en 3D proporcionan una representación más precisa de la polarización celular, ya que en 2D, las células solo pueden polarizarse parcialmente. [10] Además, las células cultivadas en 3D exhiben una expresión genética diferente a las cultivadas en 2D. [10]

La tercera dimensión del crecimiento celular proporciona más espacio de contacto para las entradas mecánicas y para la adhesión celular , lo cual es necesario para la ligadura de integrinas , la contracción celular e incluso la señalización intracelular. [18] [19] La difusión normal de solutos y la unión a proteínas efectoras (como factores de crecimiento y enzimas ) también dependen de la matriz celular 3D, por lo que es fundamental para el establecimiento de gradientes de concentración de solutos a escala tisular [20] [21]

Para los fines de la detección de la toxicología de fármacos , es mucho más útil probar la expresión génica de células in vitro cultivadas en 3D que en 2D, ya que la expresión génica de los esferoides 3D se asemejará más a la expresión génica in vivo. Por último, los cultivos celulares 3D tienen mayor estabilidad y mayor vida útil que los cultivos celulares en 2D. [22] Esto significa que son más adecuados para estudios a largo plazo y para demostrar los efectos a largo plazo del fármaco. Los entornos 3D también permiten que las células crezcan sin perturbaciones. En 2D, las células deben someterse a una tripsinización regular para proporcionarles los nutrientes suficientes para el crecimiento celular normal. [23] Los esferoides 3D se han cultivado en un entorno de laboratorio durante hasta 302 días mientras aún mantenían un crecimiento saludable y no canceroso. [22]

En la investigación interdisciplinaria de la biología y la industria aeroespacial, los andamios impresos en 3D también se utilizan para proteger las células del efecto de la gravedad durante el lanzamiento. [24]

Clasificación de los métodos de cultivo 3D

Existe una gran cantidad de herramientas de cultivo disponibles comercialmente que afirman proporcionar las ventajas del cultivo celular en 3D. En general, las plataformas se pueden clasificar en dos tipos de métodos de cultivo en 3D: técnicas con andamiaje y técnicas sin andamiaje .

Un modelo que muestra tres ejemplos de técnicas utilizadas para cultivar células en un entorno 3D.

Técnicas de andamiaje

Las técnicas de andamiaje incluyen el uso de andamios sólidos, hidrogeles y otros materiales. En un estudio reciente se exploró el potencial de las células madre humanas CD34+ mediante la generación in vitro de un modelo 3D en gel de agarosa para comprender el proceso de osificación ósea. [25] Los andamios se pueden utilizar para generar un modelo 3D de microtejido mediante el cultivo de fibroblastos fuera de las células tumorales, imitando la interacción del estroma tumoral. [26]

La eficacia de los andamios en diversas aplicaciones, en particular en la ingeniería de tejidos, se ve afectada significativamente por factores como la distribución de poros, el área de superficie expuesta y la porosidad. La cantidad y la disposición de estos elementos influyen tanto en la profundidad como en la velocidad a la que las células penetran en el volumen del andamio, la estructura de la matriz extracelular resultante y, en última instancia, el éxito del proceso regenerativo. [27] Los andamios se pueden producir con diversas arquitecturas según el método de fabricación, lo que da lugar a una distribución de poros aleatoria o diseñada con precisión. [28] Recientemente, se han empleado técnicas avanzadas de prototipado rápido controlado por ordenador para crear andamios con geometrías bien organizadas. [29]

Hidrogeles

Como la matriz extracelular natural (ECM) es importante para la supervivencia, proliferación, diferenciación y migración de las células, se consideran diferentes matrices de hidrogel que imitan la estructura de la ECM natural como posibles enfoques hacia el cultivo celular in vivo. [30] [ 31] [32] Los hidrogeles están compuestos de poros interconectados con alta retención de agua, lo que permite un transporte eficiente de, por ejemplo, nutrientes y gases. Hay varios tipos diferentes de hidrogeles de materiales naturales y sintéticos disponibles para el cultivo celular en 3D, incluidos, por ejemplo, hidrogeles de extracto de ECM animal, hidrogeles de proteínas, hidrogeles de péptidos, hidrogeles de polímeros e hidrogel de nanocelulosa a base de madera .

El método para crear la réplica óptima de la matriz extracelular depende de las características específicas del cultivo en cuestión y, por lo general, implica el empleo de procesos químicos diversos e independientes. [33] Por ejemplo, la utilización de productos químicos fotolábiles puede provocar la erosión de regiones específicas dentro de un gel, y la exposición posterior de estas áreas permite la aplicación de ligandos adhesivos, lo que promueve la adhesión y la migración celular. [34] Se prevé el desarrollo de estructuras más complejas, que comprendan redes entrelazadas de productos químicos bajo el control tanto de las células como de los usuarios. En esencia, no existe una red singular capaz de emular fielmente la compleja matriz extracelular de cada tipo de tejido. Sin embargo, una integración cuidadosa de señales bioinspiradas en geles sintéticos tiene el potencial de producir estructuras resistentes y versátiles que se puedan aplicar en varios sistemas de cultivo celular. [35]

Técnicas sin andamios

Las técnicas sin andamios emplean otro enfoque independiente del uso de andamios. Los métodos sin andamios incluyen, por ejemplo, el uso de placas de baja adhesión, placas de gotas colgantes, superficies microestampadas y biorreactores rotatorios , levitación magnética y bioimpresión magnética 3D .

Esferoides

Microscopía electrónica de un esferoide de mesotelioma (NCI-H226). [36] Barras de escala, 200 μm.

Los esferoides son un tipo de modelado celular tridimensional que simula mejor las condiciones ambientales de una célula viva en comparación con un modelo celular bidimensional, específicamente con las reacciones entre células y las reacciones entre células y la matriz. [37] Los esferoides son útiles en el estudio de las características fisiológicas cambiantes de las células, [38] la diferencia en la estructura de las células sanas y las células tumorales, y los cambios que experimentan las células cuando se forma un tumor. [39] Los esferoides cocultivados con células tumorales y sanas se utilizaron para simular cómo las células cancerosas interactúan con las células normales. [40] Los esferoides también se pueden cocultivar con fibroblastos para imitar la interacción tumor-estroma. [41] Los esferoides se pueden cultivar con algunos métodos diferentes. Un método común es usar placas de baja adhesión celular, típicamente una placa de 96 pocillos, para producir en masa cultivos de esferoides, donde los agregados se forman en el fondo redondeado de las placas celulares. [36] [42] Los esferoides también pueden cultivarse utilizando el método de gota colgante [43] que implica la formación de agregados celulares en gotas que cuelgan de la superficie de una placa celular. [37] Otros métodos bajo investigación incluyen el uso de biorreactores de recipientes de pared giratoria, que giran y cultivan las células cuando están constantemente en caída libre y forman agregados en capas [44] Recientemente, algunos protocolos se han estandarizado para producir esferoides uniformes y confiables. [45] Los investigadores también han explorado métodos estandarizados, económicos y reproducibles para el cultivo de células en 3D. [46] Para mejorar la reproducibilidad y la transparencia en los experimentos con esferoides, un consorcio internacional desarrolló MISpheroID (Información mínima en la identidad de los esferoides). [47]

Clusteroides

Los clusteroides son un tipo de modelado celular tridimensional similar a los esferoides pero se distinguen por su método de creación; se cultivan como grupos de células en un sistema acuoso de dos fases de emulsión de Pickering de agua en agua utilizando tensión interfacial y contracción osmótica para empaquetar las células en grupos densos que luego se cultivan en un hidrogel en tejidos u organoides . [48] [49]

En ausencia de vasos sanguíneos, la permeabilidad al oxígeno se ve afectada durante la formación del núcleo necrótico y esto impide el uso ex vivo de cultivos celulares en 3D. Existe una plantilla de emulsión que puede superar este problema. Este enfoque permitió a los investigadores ajustar la composición celular para alcanzar las condiciones ideales para promover la síntesis de diversos marcadores proteicos angiogénicos dentro de los clusteroides cocultivados. [49] Las células HUVEC exhiben una reacción a la presencia de células Hep-G2 y sus derivados al generar brotes de células endoteliales en Matrigel, todo sin la introducción externa del factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) u otros agentes que inducen la angiogénesis. [50] [51] La replicación de esta técnica de cultivo es sencilla para generar varios esferoides de cocultivo celular. [52] La plantilla de emulsión de Pickering w/w ayuda en gran medida a construir modelos de cocultivo en 3D, ofreciendo un potencial significativo para aplicaciones en pruebas de fármacos e ingeniería de tejidos. [53]

Biorreactores

Los biorreactores utilizados para cultivos celulares en 3D son pequeñas cámaras cilíndricas de plástico diseñadas específicamente para el cultivo de células en tres dimensiones. El biorreactor utiliza materiales sintéticos bioactivos , como membranas de tereftalato de polietileno, para rodear las células esferoides en un entorno que mantiene altos niveles de nutrientes. [54] [55] Son fáciles de abrir y cerrar, de modo que los esferoides celulares se pueden retirar para realizar pruebas, pero la cámara puede mantener una humedad del 100 % en todo momento. [1] Esta humedad es importante para lograr el máximo crecimiento y funcionamiento de las células. La cámara del biorreactor es parte de un dispositivo más grande que gira para garantizar un crecimiento celular uniforme en cada dirección en tres dimensiones. [1]
MC2 Biotek ha desarrollado un biorreactor para incubar prototejido que utiliza el intercambio de gases para mantener altos niveles de oxígeno dentro de la cámara celular. [56] Esto es una mejora con respecto a los biorreactores anteriores porque los niveles más altos de oxígeno ayudan a que la célula crezca y experimente una respiración celular normal. [15]

Los esfuerzos de colaboración entre empresas de ingeniería de tejidos (TE), instituciones académicas y socios industriales pueden mejorar la transformación de biorreactores orientados a la investigación en sistemas de fabricación comercial eficientes. [57] Los colaboradores académicos contribuyen con aspectos fundamentales, mientras que los socios industriales proporcionan elementos de automatización esenciales, asegurando el cumplimiento de las normas regulatorias y la facilidad de uso. [58] Los consorcios establecidos en Europa, como REMEDI, AUTOBONE y STEPS, se centran en el desarrollo de sistemas automatizados para agilizar la ingeniería de injertos basados ​​en células autólogas. [59] El objetivo es cumplir con los criterios regulatorios y garantizar la rentabilidad, haciendo que los productos de ingeniería de tejidos sean más accesibles clínicamente y avanzando el paradigma traslacional de la TE desde la investigación a un campo comercial competitivo. [60]

Microfluídica

La utilización de la tecnología microfluídica facilita la generación de estructuras intrincadas a microescala y la manipulación precisa de parámetros, emulando así el entorno celular in vivo. La integración de la tecnología microfluídica con el cultivo celular 3D tiene un potencial considerable para aplicaciones que buscan replicar las características de los tejidos in vivo, ejemplificadas notablemente por el sistema de órgano en un chip en evolución. [61] Las diversas estructuras celulares en el cuerpo humano deben estar vascularizadas para recibir los nutrientes y el intercambio de gases para sobrevivir. De manera similar, los cultivos celulares 3D in vitro requieren ciertos niveles de circulación de fluidos, lo que puede ser problemático para cultivos 3D densos donde las células pueden no tener todas la exposición adecuada a los nutrientes. Esto es particularmente importante en los cultivos de hepatocitos porque el hígado es un órgano altamente vascularizado. Un estudio cultivó hepatocitos y células vasculares juntos en un andamiaje de gel de colágeno entre canales microfluídicos y comparó el crecimiento de células en entornos estáticos y fluidos, y mostró la necesidad de modelos con tejidos y una red microvascular. [62] Otro estudio mostró que el dispositivo de co-cultivo de esferoides basado en gotas colgantes puede ser útil, generando dos esferoides celulares diferentes en canales adyacentes del dispositivo de gotas colgantes microfluídico y co-cultivando esferoides con gotas fusionadas, para monitorear la angiogénesis inducida por tumores. [63]

El cultivo de células en 3D mediante microfluidos, con sus posibles aplicaciones en la investigación biomédica y la ingeniería de tejidos, es un área de creciente interés. Sin embargo, su avance está acompañado de varios desafíos formidables. [64] Uno de esos desafíos se relaciona con la dificultad de acceder a las células cultivadas dentro de los microsistemas, junto con la naturaleza intrincada de la extracción de muestras para ensayos posteriores. [65] Además, el desarrollo de metodologías y dispositivos dedicados al estudio del metabolismo y las funciones celulares in vivo, así como al descubrimiento de fármacos, representa un obstáculo significativo para los dispositivos de cultivo de células en 3D mediante microfluidos. [66] Otro impedimento notable es la disponibilidad limitada de instrumentación de microfabricación en los laboratorios de biología convencionales. Además, la comercialización de dispositivos microfluídicos maduros y fáciles de usar plantea un desafío sustancial, que dificulta su accesibilidad a los biólogos. [67] Por último, si bien los biólogos a menudo buscan herramientas de ensayo de alto rendimiento con una reproducibilidad óptima, la microfluídica encuentra limitaciones técnicas para satisfacer estas demandas, a pesar de la posible viabilidad de los ensayos paralelos. [68]

Cribado de alto rendimiento

Recientemente, se ha logrado un desarrollo avanzado de modelos 3D para el cribado de alto rendimiento en formatos de alta densidad gracias a los logros tecnológicos relacionados con el aumento de la densidad de microplacas . Estos se pueden encontrar en formatos de 384 y 1536 pocillos que son repelentes de células, rentables y aptos para plataformas de cribado totalmente automatizadas. [69] Dos opciones que ofrecen formatos de 1536 pocillos están disponibles en Greiner Bio-One, que utiliza la bioimpresión 3D magnética m3D [70] , y Corning Life Sciences, que incorpora un revestimiento de superficie de adhesión ultrabaja, junto con una geometría de microcavidad y gravedad para crear modelos 3D. [71] [72] Debido a los métodos y tecnologías rápidos y asequibles que se han desarrollado para el cribado 3D, se han hecho posibles enfoques de cribado paralelos de alto rendimiento para probar pares isogénicos de mutantes relacionados con oncogenes frente a tipo salvaje. [73] Además, las técnicas de cribado de alto rendimiento desempeñan un papel fundamental en la conexión de los reinos de la farmacología y la toxicología en el marco del cultivo celular 3D.

Farmacología y toxicología

Un propósito principal del crecimiento de células en andamios 3D y como esferoides celulares 3D in vitro es probar los efectos farmacocinéticos y farmacodinámicos de fármacos y nanomateriales en ensayos preclínicos. [15] [74] [75] [76] [77] Los estudios toxicológicos han demostrado que los cultivos celulares 3D están casi a la par con los estudios in vivo para los fines de probar la toxicidad de los compuestos farmacológicos. Al comparar los valores de LD50 para 6 fármacos comunes: acetaminofeno , amiodarona , diclofenaco , metformina , fenformina y ácido valproico , los valores de los esferoides 3D se correlacionaron directamente con los de los estudios in vivo. [78] Aunque los cultivos celulares 2D se han utilizado previamente para probar la toxicidad junto con los estudios in vivo, los esferoides 3D son mejores para probar la toxicidad por exposición crónica debido a su mayor esperanza de vida. [79] La matriz en los esferoides 3D hace que las células mantengan filamentos de actina y es más relevante fisiológicamente en la organización del citoesqueleto y en la polaridad y forma celular de las células humanas. [80] La disposición tridimensional permite que los cultivos proporcionen un modelo que se asemeja con mayor precisión al tejido humano in vivo sin utilizar sujetos de prueba animales. [81]

Los protocolos actuales para evaluar candidatos a fármacos y evaluar la toxicidad dependen en gran medida de los resultados derivados de ensayos in vitro en células en etapa temprana, con la expectativa de que estos ensayos capturen fielmente aspectos críticos de la farmacología y toxicología in vivo. [82] Varios diseños in vitro se han ajustado para un alto rendimiento para mejorar la eficiencia de la detección, lo que permite que bibliotecas exhaustivas de moléculas potencialmente farmacológicamente relevantes o potencialmente tóxicas se sometan a un escrutinio para detectar señales celulares indicativas de daño tisular o alineadas con objetivos terapéuticos. [83] Los enfoques innovadores para los diseños de ensayos multiplexados basados ​​en células, que involucran la selección de tipos de células específicos, vías de señalización y reporteros, se han convertido en una práctica estándar. [84]

A pesar de estos avances, un porcentaje considerable de nuevas entidades químicas y biológicas (NCEs/NBEs) encuentran obstáculos en las últimas etapas de las pruebas de fármacos en humanos. Algunas reciben advertencias de "recuadro negro" regulatorias, mientras que otras son retiradas del mercado debido a preocupaciones de seguridad posteriores a la aprobación regulatoria. [85] Este patrón recurrente subraya la insuficiencia de los ensayos in vitro basados ​​en células y los estudios preclínicos in vivo posteriores para proporcionar datos farmacológicos y de toxicidad completos o una capacidad predictiva confiable para comprender el desempeño in vivo de los candidatos a fármacos. [86]

La ausencia de un conjunto de herramientas fiables de análisis traslacional para la farmacología y la toxicología contribuye al alto coste y la ineficiencia de la transición desde los análisis in vitro iniciales basados ​​en células a las pruebas in vivo y las posteriores aprobaciones clínicas. [87] Se hace especial hincapié en su capacidad para retener interacciones celulares y moleculares esenciales, así como los parámetros fisiológicos que influyen en los fenotipos celulares y las respuestas a los agentes bioactivos. Se examinan las ventajas y los desafíos distintivos asociados a estos modelos, con un enfoque específico en su idoneidad para los ensayos basados ​​en células y sus capacidades predictivas, cruciales para establecer correlaciones precisas con los mecanismos in vivo de toxicidad de los fármacos. [88]

Al evaluar la seguridad y la eficacia, estos modelos están bien equipados para modelar una amplia gama de estados patológicos. Cada uno de estos modelos tiene ventajas y limitaciones que requieren el desarrollo de modelos y la interpretación de datos. Las asociaciones público-privadas son fundamentales para avanzar y estimular la investigación en esta área. [89]

Críticas

Los métodos 3D existentes no están exentos de limitaciones, como la escalabilidad, la reproducibilidad, la sensibilidad y la compatibilidad con instrumentos de cribado de alto rendimiento (HTS). El HTS basado en células se basa en la determinación rápida de la respuesta celular a la interacción farmacológica, como la viabilidad celular dependiente de la dosis, la interacción célula-célula/célula-matriz y/o la migración celular, pero los ensayos disponibles no están optimizados para el cultivo celular 3D. Otro desafío al que se enfrenta el cultivo celular 3D es la cantidad limitada de datos y publicaciones que abordan los mecanismos y las correlaciones de la interacción farmacológica, la diferenciación celular y la señalización celular en estos entornos 3D. Ninguno de los métodos 3D ha reemplazado aún al cultivo 2D a gran escala, incluido en el proceso de desarrollo de fármacos ; aunque el número de publicaciones sobre cultivo celular 3D está aumentando rápidamente, la caracterización bioquímica limitada actual del tejido 3D disminuye la adopción de nuevos métodos.

La lesión hepática inducida por fármacos (DILI) es una de las principales causas de deserción de compuestos en el ámbito farmacéutico durante el desarrollo de fármacos. [90] Para evaluar de forma preventiva la toxicidad de los compuestos antes de iniciar las pruebas con animales de laboratorio, a lo largo de los años se ha empleado una variedad de ensayos de toxicidad en cultivos celulares in vitro. [91] Si bien los modelos de cultivos celulares in vitro bidimensionales (2D) se utilizan comúnmente y han contribuido significativamente a nuestra comprensión, con frecuencia presentan limitaciones para replicar fielmente las estructuras naturales de los tejidos in vivo. [92] Aunque el método de prueba más lógico involucra a humanos, las limitaciones éticas asociadas con los ensayos en humanos plantean desafíos importantes. [93] En consecuencia, existe una necesidad apremiante de modelos mejorados y predictivos relevantes para los humanos para superar estas limitaciones. [94]

En la última década se han hecho importantes esfuerzos para desarrollar modelos de cultivo celular in vitro tridimensionales (3D) que simulen mejor las condiciones fisiológicas in vivo. Las ventajas intrínsecas del cultivo celular en 3D residen en su capacidad para representar interacciones celulares similares a las que se dan in vivo. Cuando se validan adecuadamente, los modelos de cultivo celular en 3D pueden servir como intermediario fundamental, cerrando la brecha entre los modelos de cultivo celular 2D convencionales y los modelos animales in vivo. Esta revisión intenta ofrecer una descripción general integral de los desafíos asociados con la sensibilidad de los biomarcadores empleados para detectar DILI durante el desarrollo de fármacos. [95] Además, explora el potencial de los modelos de cultivo celular en 3D para abordar las brechas existentes en el paradigma actual, ofreciendo una vía prometedora para evaluaciones de toxicidad más precisas. [96]

También existen problemas al utilizar esferoides como modelo para tejido canceroso. Aunque son beneficiosos para el cultivo de tejidos en 3D, los esferoides tumorales han sido criticados por ser difíciles o imposibles de "manipular gradientes de moléculas solubles en construcciones [de esferoides en 3D] y caracterizar células en estos gradientes complejos", a diferencia del cultivo de células en 3D con soporte de papel para bioensayos basados ​​en tejidos explorados por Ratmir et al. [55] Otros desafíos asociados con las técnicas complejas de cultivo de células en 3D incluyen: la obtención de imágenes debido a los grandes tamaños de los andamios y la incompatibilidad con muchos microscopios de fluorescencia, la citometría de flujo porque requiere la disociación de esferoides en una suspensión de células individuales y la automatización del manejo de líquidos. [97]

Los modelos 2D no pueden estudiar las interacciones célula-célula y célula-matriz. Como resultado de la escasez de modelos preclínicos relevantes para los cultivos 2D, [98] [12] [99] el cultivo 3D proporciona un microambiente patofisiológico y tiene el potencial de desempeñar un papel en el descubrimiento de fármacos contra el cáncer. [100] [101] [102] [103] [104]

La ingeniería tisular requiere estructuras celulares tridimensionales. Los científicos han utilizado como biomateriales diversos hidrogeles poliméricos naturales y sintéticos para diseñar estructuras tridimensionales. Dado que esta barrera es una estructura que imita el microambiente natural de la matriz extracelular, las estructuras sintéticas pueden resultar más útiles para estudiar etapas tumorigénicas específicas. [35] Por último, se sugiere que los modelos tridimensionales más adecuados se seleccionen cuidadosamente en función de los objetivos específicos. [104]

Véase también

Referencias

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