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tilacoide

Tilacoides (verde oscuro) dentro de un cloroplasto

Los tilacoides son compartimentos rodeados de membranas dentro de los cloroplastos y las cianobacterias . Son el sitio de las reacciones de la fotosíntesis dependientes de la luz . Los tilacoides consisten en una membrana tilacoide que rodea una luz tilacoide. Los tilacoides de cloroplasto frecuentemente forman pilas de discos denominados grana (singular: granum ). Los grana están conectados por tilacoides intergranales o estromales , que unen las pilas de granum como un único compartimento funcional.

En las membranas de los tilacoides, los pigmentos de clorofila se encuentran en paquetes llamados cuantasomas . Cada cuantosoma contiene de 230 a 250 moléculas de clorofila.

Etimología

La palabra tilacoide proviene de la palabra griega thylakos o θύλακος , que significa "saco" o "bolsa". [1] Por lo tanto, tilacoide significa "parecido a un saco" o "parecido a una bolsa".

Estructura

Estructuras tilacoides
Imágenes por microscopio electrónico de transmisión de barrido (STEM) de membranas tilacoides Corte tomográfico STEM de 10 nm de espesor de un cloroplasto de lechuga. Las pilas de grana están interconectadas por tilacoides estromales no apilados, llamados láminas del estroma. Barra de escala = 200 nm. Ver. [2]
Estructura del conjunto granum-estroma El modelo predominante del conjunto granum-estroma son pilas de tilacoides granales envueltos por tilacoides estromales helicoidales derechos que están conectados a grandes láminas paralelas de tilacoides estromales y hélices derechas adyacentes mediante estructuras helicoidales izquierdas. (Basado en [2] ).

Los tilacoides son estructuras unidas a membranas e incrustadas en el estroma del cloroplasto . Una pila de tilacoides se llama granum y se asemeja a una pila de monedas.

Membrana

La membrana tilacoide es el sitio de las reacciones de la fotosíntesis dependientes de la luz con los pigmentos fotosintéticos incrustados directamente en la membrana. Es un patrón alterno de bandas oscuras y claras que miden cada 1 nanómetro . [3] La bicapa lipídica tilacoide comparte rasgos característicos con las membranas procarióticas y la membrana interna del cloroplasto. Por ejemplo, los lípidos ácidos se pueden encontrar en las membranas de los tilacoides, las cianobacterias y otras bacterias fotosintéticas y participan en la integridad funcional de los fotosistemas. [4] Las membranas tilacoides de las plantas superiores están compuestas principalmente de fosfolípidos [5] y galactolípidos que están dispuestos asimétricamente a lo largo y a través de las membranas. [6] Las membranas tilacoides son más ricas en galactolípidos que en fosfolípidos; También consisten predominantemente en lípidos diglicéridos monogalacotosil de fase II hexagonal. A pesar de esta composición única, se ha demostrado que las membranas de tilacoides de las plantas asumen en gran medida una organización dinámica de bicapa lipídica. [7] Los lípidos que forman las membranas tilacoides, los más ricos en ácido linolénico de alta fluidez [8], se sintetizan en una vía compleja que implica el intercambio de precursores lipídicos entre el retículo endoplásmico y la membrana interna de la envoltura plástida y se transportan desde la membrana interna a los tilacoides. a través de vesículas. [9]

Lúmenes

La luz del tilacoide es una fase acuosa continua encerrada por la membrana del tilacoide . Desempeña un papel importante en la fotofosforilación durante la fotosíntesis . Durante la reacción dependiente de la luz, los protones se bombean a través de la membrana tilacoide hacia la luz, volviéndola ácida hasta pH 4.

Laminillas de granum y estroma

En las plantas superiores, los tilacoides se organizan en un conjunto de membrana granum-estroma. Un granum (plural grana ) es una pila de discos de tilacoides. Los cloroplastos pueden tener de 10 a 100 grana. Los grana están conectados por tilacoides del estroma, también llamados tilacoides intergranales o laminillas . Los tilacoides del grana y los tilacoides del estroma se pueden distinguir por su diferente composición proteica. Grana contribuye a la gran relación superficie-volumen de los cloroplastos. Un estudio reciente de tomografía electrónica de las membranas tilacoides ha demostrado que las laminillas del estroma están organizadas en láminas anchas perpendiculares al eje de la pila de grana y forman múltiples superficies helicoidales derechas en la interfaz granal. [2] Las superficies helicoidales izquierdas se consolidan entre las hélices y láminas derechas. Se demostró que esta compleja red de superficies de membranas helicoidales alternas de diferentes radios y pasos minimiza las energías superficiales y de flexión de las membranas. [2] Este nuevo modelo, el más extenso generado hasta la fecha, reveló que características de dos modelos más antiguos, aparentemente contradictorios, [10] [11] coexisten en la estructura. En particular, se propuso que estuvieran presentes en el retículo endoplásmico [12] y en la materia nuclear ultradensa disposiciones similares de elementos helicoidales de dirección alterna, a menudo denominadas estructuras de "garaje de estacionamiento" . [13] [14] [15] Esta organización estructural puede constituir una geometría fundamental para la conexión entre capas u hojas densamente empaquetadas. [2]

Formación

Los cloroplastos se desarrollan a partir de proplastidios cuando las plántulas emergen del suelo. La formación de tilacoides requiere luz. En el embrión de la planta y en ausencia de luz, los proplastidios se convierten en etioplastos que contienen estructuras de membrana semicristalinas llamadas cuerpos prolamelares. Cuando se exponen a la luz, estos cuerpos prolamelares se convierten en tilacoides. Esto no sucede en las plántulas cultivadas en la oscuridad, que sufren etiolación . Una subexposición a la luz puede provocar que los tilacoides fallen. Esto hace que los cloroplastos fallen provocando la muerte de la planta.

La formación de tilacoides requiere la acción de la proteína inductora de vesículas en los plastidios 1 (VIPP1). Las plantas no pueden sobrevivir sin esta proteína, y los niveles reducidos de VIPP1 provocan un crecimiento más lento y plantas más pálidas con una capacidad reducida para realizar la fotosíntesis. VIPP1 parece ser necesario para la formación de la membrana tilacoide básica, pero no para el ensamblaje de complejos proteicos de la membrana tilacoide. [16] Se conserva en todos los organismos que contienen tilacoides, incluidas las cianobacterias, [17] algas verdes, como Chlamydomonas , [18] y plantas superiores, como Arabidopsis thaliana . [19]

Aislamiento y fraccionamiento

Los tilacoides se pueden purificar a partir de células vegetales mediante una combinación de centrifugación diferencial y en gradiente . [20] La alteración de los tilacoides aislados, por ejemplo mediante cizallamiento mecánico, libera la fracción lumenal. De la fracción de membrana restante se pueden extraer fracciones de membrana periférica e integral. El tratamiento con carbonato de sodio (Na 2 CO 3 ) desprende las proteínas de la membrana periférica , mientras que el tratamiento con detergentes y disolventes orgánicos solubiliza las proteínas integrales de la membrana .

Proteínas

Disco tilacoide con proteínas incrustadas y asociadas.

Los tilacoides contienen muchas proteínas de membrana integrales y periféricas, así como proteínas luminales. Estudios proteómicos recientes de fracciones de tilacoides han proporcionado más detalles sobre la composición proteica de los tilacoides. [21] Estos datos se han resumido en varias bases de datos de proteínas de plastidios que están disponibles en línea. [22] [23]

Según estos estudios, el proteoma de tilacoides consta de al menos 335 proteínas diferentes. De ellas, 89 están en la luz, 116 son proteínas integrales de membrana, 62 son proteínas periféricas del lado del estroma y 68 proteínas periféricas del lado de la luz. Se pueden predecir proteínas luminales adicionales de baja abundancia mediante métodos computacionales. [20] [24] De las proteínas tilacoides con funciones conocidas, el 42% participan en la fotosíntesis. Los siguientes grupos funcionales más grandes incluyen proteínas involucradas en la direccionamiento , procesamiento y plegamiento de proteínas con un 11%, respuesta al estrés oxidativo (9%) y traducción (8%). [22]

Proteínas integrales de membrana

Las membranas tilacoides contienen proteínas de membrana integrales que desempeñan un papel importante en la captación de luz y en las reacciones de la fotosíntesis dependientes de la luz. Hay cuatro complejos proteicos principales en la membrana tilacoide:

El fotosistema II se encuentra principalmente en los tilacoides de grana, mientras que el fotosistema I y la ATP sintasa se encuentran principalmente en los tilacoides del estroma y las capas externas de grana. El complejo citocromo b6f se distribuye uniformemente por las membranas tilacoides. Debido a la ubicación separada de los dos fotosistemas en el sistema de membrana tilacoide, se requieren portadores de electrones móviles para transportar electrones entre ellos. Estos vehículos son la plastoquinona y la plastocianina. La plastoquinona transporta electrones desde el fotosistema II al complejo citocromo b6f, mientras que la plastocianina transporta electrones desde el complejo citocromo b6f al fotosistema I.

Juntas, estas proteínas utilizan la energía luminosa para impulsar cadenas de transporte de electrones que generan un potencial quimiosmótico a través de la membrana tilacoide y NADPH , un producto de la reacción redox terminal . La ATP sintasa utiliza el potencial quimiosmótico para producir ATP durante la fotofosforilación .

Fotosistemas

Estos fotosistemas son centros redox impulsados ​​por luz, cada uno de los cuales consta de un complejo de antenas que utiliza clorofilas y pigmentos fotosintéticos accesorios , como carotenoides y ficobiliproteínas , para captar luz en una variedad de longitudes de onda. Cada complejo de antena tiene entre 250 y 400 moléculas de pigmento y la energía que absorben se transporta mediante transferencia de energía de resonancia a una clorofila a especializada en el centro de reacción de cada fotosistema. Cuando cualquiera de las dos moléculas de clorofila a en el centro de reacción absorbe energía, un electrón se excita y se transfiere a una molécula aceptora de electrones. El fotosistema I contiene un par de moléculas de clorofila a , denominadas P700 , en su centro de reacción que absorbe al máximo una luz de 700 nm. Photosystem II contiene clorofila P680 que absorbe mejor la luz de 680 nm (tenga en cuenta que estas longitudes de onda corresponden al rojo intenso; consulte el espectro visible ). La P es la abreviatura de pigmento y el número es el pico de absorción específico en nanómetros de las moléculas de clorofila en cada centro de reacción. Este es el pigmento verde presente en las plantas que no es visible a simple vista.

Complejo citocromo b6f

El complejo citocromo b6f es parte de la cadena de transporte de electrones de los tilacoides y acopla la transferencia de electrones con el bombeo de protones hacia la luz del tilacoide. Energéticamente, se sitúa entre los dos fotosistemas y transfiere electrones del fotosistema II-plastoquinona al fotosistema plastocianina-I.

ATP sintasa

La tilacoide ATP sintasa es una CF1FO-ATP sintasa similar a la ATPasa mitocondrial. Está integrado en la membrana tilacoide con la parte CF1 pegada al estroma. Por tanto, la síntesis de ATP se produce en el lado estromal de los tilacoides, donde se necesita el ATP para las reacciones de la fotosíntesis independientes de la luz .

Proteínas de la luz

La proteína transportadora de electrones plastocianina está presente en la luz y transporta electrones desde el complejo proteico citocromo b6f al fotosistema I. Mientras que las plastoquinonas son liposolubles y, por lo tanto, se mueven dentro de la membrana tilacoide, la plastocianina se mueve a través de la luz del tilacoide.

La luz de los tilacoides es también el sitio de oxidación del agua por el complejo que desprende oxígeno asociado con el lado lumenal del fotosistema II.

Las proteínas lumenales se pueden predecir computacionalmente en función de sus señales de dirección. En Arabidopsis, de las proteínas luminales predichas que poseen la señal Tat , los grupos más grandes con funciones conocidas están involucrados en un 19% en el procesamiento de proteínas (proteólisis y plegamiento), un 18% en la fotosíntesis, un 11% en el metabolismo y un 7% en portadores redox y defensa. . [20]

Expresión de proteínas

Los cloroplastos tienen su propio genoma , que codifica varias proteínas tilacoides. Sin embargo, durante el curso de la evolución de los plástidos a partir de sus ancestros endosimbióticos cianobacterianos, tuvo lugar una extensa transferencia de genes desde el genoma del cloroplasto al núcleo celular . Esto da como resultado que los cuatro principales complejos de proteínas tilacoides estén codificados en parte por el genoma del cloroplasto y en parte por el genoma nuclear. Las plantas han desarrollado varios mecanismos para co-regular la expresión de las diferentes subunidades codificadas en los dos orgánulos diferentes para asegurar la estequiometría y el ensamblaje adecuados de estos complejos proteicos. Por ejemplo, la transcripción de genes nucleares que codifican partes del aparato fotosintético está regulada por la luz . La biogénesis, la estabilidad y el recambio de los complejos de proteínas tilacoides están regulados por la fosforilación a través de quinasas sensibles a redox en las membranas de los tilacoides. [25] La tasa de traducción de proteínas codificadas por cloroplastos está controlada por la presencia o ausencia de compañeros de ensamblaje (control por epistasia de síntesis). [26] Este mecanismo implica retroalimentación negativa a través de la unión del exceso de proteína a la región 5' no traducida del ARNm del cloroplasto . [27] Los cloroplastos también necesitan equilibrar las proporciones del fotosistema I y II para la cadena de transferencia de electrones. El estado redox de la plastoquinona portadora de electrones en la membrana tilacoide afecta directamente a la transcripción de los genes del cloroplasto que codifican proteínas de los centros de reacción de los fotosistemas, contrarrestando así los desequilibrios en la cadena de transferencia de electrones. [28]

Proteína dirigida a los tilacoides.

Representación esquemática de las vías de direccionamiento de proteínas tilacoides. [29]

Las proteínas tilacoides se dirigen a su destino a través de péptidos señal y vías secretoras de tipo procariótico dentro del cloroplasto. La mayoría de las proteínas tilacoides codificadas por el genoma nuclear de una planta necesitan dos señales de dirección para una localización adecuada: un péptido dirigido al cloroplasto N-terminal (que se muestra en amarillo en la figura), seguido de un péptido dirigido a los tilacoides (que se muestra en azul). Las proteínas se importan a través del translocón de los complejos de membrana externa e interna ( Toc y Tic ). Después de ingresar al cloroplasto, el primer péptido objetivo es escindido por una proteasa que procesa proteínas importadas. Esto desenmascara la segunda señal de direccionamiento y la proteína se exporta desde el estroma al tilacoide en un segundo paso de direccionamiento. Este segundo paso requiere la acción de componentes de translocación de proteínas de los tilacoides y depende de la energía. Las proteínas se insertan en la membrana a través de la vía dependiente de SRP (1), la vía dependiente de Tat (2) o de forma espontánea a través de sus dominios transmembrana (no se muestran en la figura). Las proteínas luminales se exportan a través de la membrana tilacoide hacia la luz mediante la vía dependiente de Tat (2) o la vía dependiente de Sec (3) y se liberan mediante escisión de la señal de dirección de los tilacoides. Las diferentes vías utilizan diferentes señales y fuentes de energía. La vía Sec (secretora) requiere ATP como fuente de energía y consta de SecA, que se une a la proteína importada y un complejo de membrana Sec para transportar la proteína a través de ella. Las proteínas con un motivo de arginina gemela en su péptido señal tilacoide se transportan a través de la vía Tat (translocación de arginina gemela), que requiere un complejo Tat unido a la membrana y el gradiente de pH como fuente de energía. Algunas otras proteínas se insertan en la membrana a través de la vía SRP ( partícula de reconocimiento de señales ). El cloroplasto SRP puede interactuar con sus proteínas diana de forma postraduccional o cotraduccional, transportando así proteínas importadas y aquellas que se traducen dentro del cloroplasto. La vía SRP requiere GTP y el gradiente de pH como fuentes de energía. Algunas proteínas transmembrana también pueden insertarse espontáneamente en la membrana desde el lado estromal sin necesidad de energía. [29]

Función

Reacciones de fotosíntesis dependientes de la luz en la membrana tilacoide.

Los tilacoides son el lugar de las reacciones de la fotosíntesis dependientes de la luz . Estos incluyen la oxidación del agua impulsada por la luz y la evolución de oxígeno , el bombeo de protones a través de las membranas tilacoides junto con la cadena de transporte de electrones de los fotosistemas y el complejo citocromo, y la síntesis de ATP por la ATP sintasa utilizando el gradiente de protones generado.

fotólisis del agua

El primer paso en la fotosíntesis es la reducción (división) del agua impulsada por la luz para proporcionar electrones para las cadenas de transporte de electrones fotosintéticas, así como protones para el establecimiento de un gradiente de protones. La reacción de división del agua ocurre en el lado lumenal de la membrana tilacoide y es impulsada por la energía luminosa capturada por los fotosistemas. Esta oxidación del agua produce convenientemente el producto de desecho O 2 , que es vital para la respiración celular . El oxígeno molecular formado por la reacción se libera a la atmósfera.

Cadenas de transporte de electrones

Durante la fotosíntesis se utilizan dos variaciones diferentes de transporte de electrones:

La variedad no cíclica implica la participación de ambos fotosistemas, mientras que el flujo de electrones cíclico depende únicamente del fotosistema I.

quimiosmosis

Una función importante de la membrana tilacoide y sus fotosistemas integrales es el establecimiento del potencial quimiosmótico. Los portadores de la cadena de transporte de electrones utilizan parte de la energía del electrón para transportar activamente protones desde el estroma hasta la luz . Durante la fotosíntesis, la luz se vuelve ácida , hasta un pH tan bajo como 4, en comparación con el pH 8 en el estroma. [30] Esto representa un gradiente de concentración de 10.000 veces para los protones a través de la membrana tilacoide.

Fuente de gradiente de protones

Los protones de la luz provienen de tres fuentes principales.

El gradiente de protones también es causado por el consumo de protones en el estroma para producir NADPH a partir de NADP+ en la NADP reductasa.

generación de ATP

El mecanismo molecular de generación de ATP (trifosfato de adenosina) en los cloroplastos es similar al de las mitocondrias y toma la energía necesaria de la fuerza motriz del protón (PMF). [ cita necesaria ] Sin embargo, los cloroplastos dependen más del potencial químico del PMF para generar la energía potencial necesaria para la síntesis de ATP. La PMF es la suma del potencial químico de un protón (dado por el gradiente de concentración de protones) y un potencial eléctrico transmembrana (dado por la separación de cargas a través de la membrana). En comparación con las membranas internas de las mitocondrias, que tienen un potencial de membrana significativamente mayor debido a la separación de cargas, las membranas de tilacoides carecen de gradiente de carga. [ cita necesaria ] Para compensar esto, el gradiente de concentración de protones de 10.000 veces a través de la membrana tilacoide es mucho mayor en comparación con un gradiente de 10 veces a través de la membrana interna de las mitocondrias. El potencial quimiosmótico resultante entre la luz y el estroma es lo suficientemente alto como para impulsar la síntesis de ATP utilizando la ATP sintasa . A medida que los protones regresan hacia abajo en el gradiente a través de canales en la ATP sintasa , el ADP + Pi se combinan en ATP. De esta manera, las reacciones dependientes de la luz se acoplan a la síntesis de ATP a través del gradiente de protones. [ cita necesaria ]

Membranas tilacoides en cianobacterias.

Tilacoides (verde) dentro de una cianobacteria ( Synechocystis )

Las cianobacterias son procariotas fotosintéticos con sistemas de membranas altamente diferenciados. Las cianobacterias tienen un sistema interno de membranas tilacoides donde residen las cadenas de transferencia de electrones completamente funcionales de la fotosíntesis y la respiración . La presencia de diferentes sistemas de membrana confiere a estas células una complejidad única entre las bacterias . Las cianobacterias deben poder reorganizar las membranas, sintetizar nuevos lípidos de membrana y dirigir adecuadamente las proteínas al sistema de membrana correcto. La membrana externa , la membrana plasmática y las membranas tilacoides tienen funciones especializadas en la célula cianobacteriana. Comprender la organización, funcionalidad, composición de proteínas y dinámica de los sistemas de membranas sigue siendo un gran desafío en la biología celular de las cianobacterias. [31]

A diferencia de la red de tilacoides de las plantas superiores, que se diferencia en laminillas de grana y estroma, los tilacoides de las cianobacterias están organizados en múltiples capas concéntricas que se dividen y fusionan en capas paralelas formando una red altamente conectada. Esto da como resultado una red continua que encierra un solo lumen (como en los cloroplastos de las plantas superiores) y permite que las moléculas solubles en agua y en lípidos se difundan a través de toda la red de membranas. Además, a menudo se observan perforaciones dentro de las láminas de tilacoides paralelas. Estos espacios en la membrana permiten el tráfico de partículas de diferentes tamaños por toda la célula, incluidos ribosomas, gránulos de glucógeno y cuerpos lipídicos. [32] La distancia relativamente grande entre los tilacoides proporciona espacio para las antenas externas que captan la luz, los ficobilisomas . [33] Esta macroestructura, como en el caso de las plantas superiores, muestra cierta flexibilidad durante los cambios en el entorno fisicoquímico. [34]

Ver también

Referencias

  1. ^ θύλακος. Liddell, Henry George ; Scott, Robert ; Un léxico griego-inglés en el Proyecto Perseo
  2. ^ abcde Bussi Y, Shimoni E, Weiner A, Kapon R, Charuvi D, Nevo R, Efrati E, Reich Z (2019). "La geometría helicoidal fundamental consolida la membrana fotosintética de la planta". Proc Natl Acad Sci Estados Unidos . 116 (44): 22366–22375. Código Bib : 2019PNAS..11622366B. doi : 10.1073/pnas.1905994116 . PMC  6825288 . PMID  31611387.
  3. ^ "Fotosíntesis" Enciclopedia de ciencia y tecnología de McGraw Hill, 10ª ed. 2007. vol. 13p. 469
  4. ^ Sato N (2004). "Funciones de los lípidos ácidos sulfoquinovosil diacilglicerol y fosfatidilglicerol en la fotosíntesis: su especificidad y evolución". Res . Planta J. 117 (6): 495–505. doi :10.1007/s10265-004-0183-1. PMID  15538651. S2CID  27225926.
  5. ^ "fotosíntesis". Encyclopædia Britannica. 2008. Encyclopædia Britannica 2006 Ultimate Reference Suite DVD 9 de abril de 2008
  6. ^ Spraque SG (1987). "Organización estructural y funcional de galactolípidos en la organización de la membrana tilacoide". J Bioenerg Biomembr . 19 (6): 691–703. doi :10.1007/BF00762303. PMID  3320041. S2CID  6076741.
  7. ^ YashRoy, RC (1990). "Estudios por resonancia magnética de organización dinámica de lípidos en membranas de cloroplastos" (PDF) . Revista de Biociencias . 15 (4): 281–288. doi :10.1007/bf02702669. S2CID  360223.
  8. ^ YashRoy, RC (1987). "Estudios de RMN 13C de cadenas de lípidos y acilos grasos de membranas de cloroplasto". Revista India de Bioquímica y Biofísica . 24 (3): 177–178. PMID  3428918.
  9. ^ Benning C, Xu C, Awai K (2006). "Tráfico de lípidos vesiculares y no vesiculares con plastidios". Opinión actual Planta Biol . 9 (3): 241–7. doi :10.1016/j.pbi.2006.03.012. PMID  16603410.
  10. ^ Shimoni E, Rav-Hon O, Ohad I, Brumfeld V, Reich Z (2005). "Organización tridimensional de las membranas tilacoides del cloroplasto de plantas superiores revelada por tomografía electrónica". Célula vegetal . 17 (9): 2580–6. doi :10.1105/tpc.105.035030. PMC 1197436 . PMID  16055630. 
  11. ^ Mustárdy, L.; Buttle, K.; Steinbach, G.; Garab, G. (2008). "La red tridimensional de las membranas tilacoides en plantas: modelo cuasihelicoidal del conjunto granum-estroma". Célula vegetal . 20 (10): 2552–2557. doi :10.1105/tpc.108.059147. PMC 2590735 . PMID  18952780. 
  12. ^ Terasaki M, Shemesh T, Kasthuri N, Klemm R, Schalek R, Hayworth K, Hand A, Yankova M, Huber G, Lichtman J, Rapoport T, Kozlov M (2013). "Las láminas de retículo endoplasmático apiladas están conectadas por motivos de membrana helicoidales". Celúla . 154 (2): 285–96. doi :10.1016/j.cell.2013.06.031. PMC 3767119 . PMID  23870120. 
  13. ^ Baya DK; Caplan ME; Horowitz CJ; Huber G; Schneider AS (2016). "Estructuras " Parking-garaje "en astrofísica nuclear y biofísica celular". Revisión Física C. Sociedad Americana de Física. 94 (5): 055801. arXiv : 1509.00410 . Código Bib : 2016PhRvC..94e5801B. doi : 10.1103/PhysRevC.94.055801 . S2CID  36462725.
  14. ^ Horowitz CJ; Baya DK; Briggs CM; Caplan ME; Cumming A; Schneider AS (2015). "Pasta nuclear desordenada, desintegración del campo magnético y enfriamiento de la corteza en estrellas de neutrones". Médico Rev Lett . 114 (3): 031102. arXiv : 1410.2197 . Código bibliográfico : 2015PhRvL.114c1102H. doi : 10.1103/PhysRevLett.114.031102. PMID  25658989. S2CID  12021024.
  15. ^ Schneider AS; Baya DK; Caplan ME; Horowitz CJ; Lin Z (2016). "Efecto de los defectos topológicos en los observables de la" pasta nuclear ". Revisión Física C. 93 (6): 065806. arXiv : 1602.03215 . Código Bib : 2016PhRvC..93f5806S. doi : 10.1103/PhysRevC.93.065806. S2CID  28272522.
  16. ^ Elena Aseeva; Friederich Ossenbühl; Claudia Sippel; Won K. Cho; Bernhard Stein; Lutz A. Eichacker; Jörg Meurer; Gerhard Wanner; Peter Westhoff; Jürgen Soll; Ute C. Vothknecht (2007). "Vipp1 es necesaria para la formación de membranas tilacoides básicas, pero no para el ensamblaje de complejos de proteínas tilacoides". Planta Physiol Biochem . 45 (2): 119–28. doi :10.1016/j.plaphy.2007.01.005. PMID  17346982.
  17. ^ Westphal S, Heins L, Soll J, Vothknecht U (2001). "Mutante de deleción Vipp1 de Synechocystis: ¿una conexión entre el choque de fagos bacterianos y la biogénesis de tilacoides?". Proc Natl Acad Sci Estados Unidos . 98 (7): 4243–8. doi : 10.1073/pnas.061501198 . PMC 31210 . PMID  11274448. 
  18. ^ Liu C, Willmund F, Golecki J, Cacace S, Markert C, Heß B, Schroda M, Schroda M (2007). "Las chaperonas del cloroplasto HSP70B-CDJ2-CGE1 catalizan el ensamblaje y desensamblaje de oligómeros VIPP1 en Chlamydomonas". Planta J. 50 (2): 265–77. doi :10.1111/j.1365-313X.2007.03047.x. PMID  17355436.
  19. ^ Kroll D, Meierhoff K, Bechtold N, Kinoshita M, Westphal S, Vothknecht U, Soll J, Westhoff P (2001). "VIPP1, un gen nuclear de Arabidopsis thaliana esencial para la formación de membranas tilacoides". Proc Natl Acad Sci Estados Unidos . 98 (7): 4238–42. doi : 10.1073/pnas.061500998 . PMC 31209 . PMID  11274447. 
  20. ^ abc Peltier J, Emanuelsson O, Kalume D, Ytterberg J, Friso G, Rudella A, Liberles D, Söderberg L, Roepstorff P, von Heijne G , van Wijk KJ (2002). "Funciones centrales del proteoma tilacoide lumenal y periférico de Arabidopsis determinadas por experimentación y predicción de todo el genoma". Célula vegetal . 14 (1): 211–36. doi :10.1105/tpc.010304. PMC 150561 . PMID  11826309. 
  21. ^ van Wijk K (2004). "Proteómica de plastidios". Planta Physiol Biochem . 42 (12): 963–77. doi :10.1016/j.plaphy.2004.10.015. PMID  15707834.
  22. ^ ab Friso G, Giacomelli L, Ytterberg A, Peltier J, Rudella A, Sun Q, Wijk K (2004). "Análisis en profundidad del proteoma de la membrana tilacoide de los cloroplastos de Arabidopsis thaliana: nuevas proteínas, nuevas funciones y una base de datos de proteomas de plástidos". Célula vegetal . 16 (2): 478–99. doi :10.1105/tpc.017814. PMC 341918 . PMID  14729914. - La base de datos del proteoma de plástidos
  23. ^ Kleffmann T, Hirsch-Hoffmann M, Gruissem W, Baginsky S (2006). "plprot: una base de datos completa de proteomas para diferentes tipos de plastidios". Fisiol de células vegetales . 47 (3): 432–6. doi :10.1093/pcp/pcj005. PMID  16418230.– Base de datos de proteínas plástidas
  24. ^ Peltier J, Friso G, Kalume D, Roepstorff P, Nilsson F, Adamska I, van Wijk K (2000). "Proteómica del cloroplasto: identificación sistemática y análisis de focalización de proteínas tilacoides lumenales y periféricas". Célula vegetal . 12 (3): 319–41. doi :10.1105/tpc.12.3.319. PMC 139834 . PMID  10715320. 
  25. ^ Vener AV, Ohad I, Andersson B (1998). "Fosforilación de proteínas y detección redox en tilacoides del cloroplasto". Opinión actual Planta Biol . 1 (3): 217–23. doi :10.1016/S1369-5266(98)80107-6. PMID  10066592.
  26. ^ Choquet Y, Wostrikoff K, Rimbault B, Zito F, Girard-Bascou J, Drapier D, Wollman F (2001). "Regulación controlada por ensamblaje de la traducción de genes del cloroplasto". Biochem Soc Trans . 29 (parte 4): 421–6. doi :10.1042/BST0290421. PMID  11498001.
  27. ^ Minai L, Wostrikoff K, Wollman F, Choquet Y (2006). "La biogénesis de cloroplastos de los núcleos del fotosistema II implica una serie de pasos controlados por ensamblaje que regulan la traducción". Célula vegetal . 18 (1): 159–75. doi :10.1105/tpc.105.037705. PMC 1323491 . PMID  16339851. 
  28. ^ Allen J, Pfannschmidt T (2000). "Equilibrio de los dos fotosistemas: la transferencia fotosintética de electrones gobierna la transcripción de genes del centro de reacción en los cloroplastos". Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci . 355 (1402): 1351–9. doi :10.1098/rstb.2000.0697. PMC 1692884 . PMID  11127990. 
  29. ^ ab Gutensohn M, Fan E, Frielingsdorf S, Hanner P, Hou B, Hust B, Klösgen R (2006). "Toc, Tic, Tat et al .: estructura y función de las maquinarias de transporte de proteínas en cloroplastos". J. Fisiol vegetal . 163 (3): 333–47. doi :10.1016/j.jplph.2005.11.009. PMID  16386331.
  30. Jagendorf AT y E. Uribe (1966). "Formación de ATP causada por la transición ácido-base de los cloroplastos de espinaca". Proc. Nacional. Acad. Ciencia. EE.UU . 55 (1): 170-177. Código bibliográfico : 1966PNAS...55..170J. doi : 10.1073/pnas.55.1.170 . PMC 285771 . PMID  5220864. 
  31. ^ Herrero, Antonia; Flores, Enrique, eds. (2008). Las cianobacterias: biología molecular, genómica y evolución (1ª ed.). Prensa académica Caister. ISBN 978-1-904455-15-8.
  32. ^ Nevo R, Charuvi D, Shimoni E, Schwarz R, Kaplan A, Ohad I, Reich Z (2007). "Las perforaciones y la conectividad de la membrana tilacoide permiten el tráfico intracelular de cianobacterias". EMBO J. 26 (5): 1467-1473. doi :10.1038/sj.emboj.7601594. PMC 1817639 . PMID  17304210. 
  33. ^ Oliva, J; Ajlani, G; Astier, C; Recuperador, M; Vernotte, C (1997). "Ultraestructura y adaptación a la luz de mutantes de ficobilisoma de Synechocystis PCC 6803". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergética . 1319 (2–3): 275–282. doi :10.1016/S0005-2728(96)00168-5.
  34. ^ Nagy, G; Posselt, D; Kovács, L; Holm, JK; Szabó, M; Ugh, B; Rosta, L; Peters, J; Timmins, P; Garab, G (1 de junio de 2011). "Reorganizaciones reversibles de la membrana durante la fotosíntesis in vivo: reveladas por dispersión de neutrones de ángulo pequeño" (PDF) . La revista bioquímica . 436 (2): 225–30. doi :10.1042/BJ20110180. PMID  21473741.

Fuentes de libros de texto