La fase G 0 describe un estado celular fuera del ciclo celular replicativo . Clásicamente [ ¿cuándo? ] , se pensaba que las células entraban en G 0 principalmente debido a factores ambientales, como la privación de nutrientes, que limitaban los recursos necesarios para la proliferación. Por eso se pensó en ella como una fase de descanso . Ahora se sabe que G 0 adopta diferentes formas y ocurre por múltiples razones. Por ejemplo, la mayoría de las células neuronales adultas , que se encuentran entre las células metabólicamente más activas del cuerpo, están completamente diferenciadas y residen en una fase G 0 terminal . Las neuronas residen en este estado, no debido a un suministro estocástico o limitado de nutrientes, sino como parte de su programa de desarrollo.
G 0 se sugirió por primera vez como un estado celular basándose en estudios tempranos del ciclo celular. Cuando los primeros estudios definieron las cuatro fases del ciclo celular mediante técnicas de marcaje radiactivo, se descubrió que no todas las células de una población proliferan a ritmos similares. [1] La "fracción de crecimiento" de una población, o la fracción de la población que estaba creciendo, estaba proliferando activamente, pero otras células existían en un estado no proliferativo. Algunas de estas células no proliferativas podrían responder a estímulos extrínsecos y proliferar reingresando al ciclo celular. [2] Las primeras opiniones contrastantes consideraban que las células no proliferativas simplemente estaban en una fase G 1 extendida o en una fase del ciclo celular distinta de G 1 , denominada G 0 . [3] Investigaciones posteriores señalaron un punto de restricción (punto R) en G 1 donde las células pueden ingresar a G 0 antes del punto R pero están comprometidas con la mitosis después del punto R. [4] Estos primeros estudios proporcionaron evidencia de la existencia de un estado G 0 al que el acceso está restringido. Estas células que no se dividen más salen de la fase G 1 para entrar en una etapa inactiva llamada etapa de reposo.
Existen tres estados G 0 y pueden clasificarse como reversibles (quiescentes) o irreversibles ( senescentes y diferenciados ). Se puede ingresar a cada uno de estos tres estados desde la fase G 1 antes de que la célula se comprometa con la siguiente ronda del ciclo celular. La quiescencia se refiere a un estado G 0 reversible en el que subpoblaciones de células residen en un estado "quiescente" antes de ingresar al ciclo celular después de la activación en respuesta a señales extrínsecas. Las células inactivas a menudo se identifican por un bajo contenido de ARN , falta de marcadores de proliferación celular y una mayor retención de etiquetas que indica un bajo recambio celular. [5] [6] La senescencia es distinta de la inactividad porque la senescencia es un estado irreversible en el que entran las células en respuesta al daño o degradación del ADN que haría que la progenie de una célula no fuera viable. Dicho daño en el ADN puede ocurrir por el acortamiento de los telómeros durante muchas divisiones celulares, así como por la exposición a especies reactivas de oxígeno (ROS), la activación de oncogén y la fusión célula-célula. Si bien las células senescentes ya no pueden replicarse, siguen siendo capaces de realizar muchas funciones celulares normales. [7] [8] [9] [10] La senescencia es a menudo una alternativa bioquímica a la autodestrucción de una célula dañada por apoptosis . A diferencia de la senescencia celular, la quiescencia no es un evento reactivo sino parte de la programación central de varios tipos de células diferentes. Finalmente, las células diferenciadas son células madre que han progresado a través de un programa de diferenciación hasta alcanzar un estado maduro (terminalmente diferenciado). Las células diferenciadas continúan permaneciendo en G 0 y realizando sus funciones principales de forma indefinida.
Los transcriptomas de varios tipos de células madre inactivas, como las hematopoyéticas , musculares y de folículo piloso, se han caracterizado mediante técnicas de alto rendimiento , como microarrays y secuenciación de ARN . Aunque existen variaciones en sus transcriptomas individuales, la mayoría de las células madre de tejido inactivo comparten un patrón común de expresión genética que implica la regulación negativa de genes de progresión del ciclo celular, como la ciclina A2 , la ciclina B1 , la ciclina E2 y la survivina , y la regulación positiva de genes implicados en la Regulación de la transcripción y destino de las células madre, como FOXO3 y EZH1 . La regulación negativa del citocromo C mitocondrial también refleja el bajo estado metabólico de las células madre inactivas. [11]
Muchas células madre inactivas, en particular las células madre adultas , también comparten patrones epigenéticos similares. Por ejemplo, H3K4me3 y H3K27me3 son dos patrones principales de metilación de histonas que forman un dominio bivalente y están ubicados cerca de los sitios de inicio de la transcripción. Se ha descubierto que estos marcadores epigenéticos regulan las decisiones de linaje en las células madre embrionarias, así como controlan la inactividad en las células madre del folículo piloso y muscular mediante la modificación de la cromatina . [11]
Se requieren genes supresores de tumores funcionales , en particular el gen p53 y Rb , para mantener la inactividad de las células madre y evitar el agotamiento del conjunto de células progenitoras debido a divisiones excesivas. Por ejemplo, se ha demostrado que la eliminación de los tres componentes de la familia de proteínas Rb detiene la inactividad en las células madre hematopoyéticas. Se ha demostrado que la falta de p53 previene la diferenciación de estas células madre debido a la incapacidad de las células para salir del ciclo celular a la fase G 0 . Además de p53 y Rb, los inhibidores de la quinasa dependiente de ciclina (CKI), como p21 , p27 y p57 , también son importantes para mantener la inactividad. En las células madre hematopoyéticas de ratón, la eliminación de p57 y p27 conduce a la salida de G 0 mediante la importación nuclear de ciclina D1 y la posterior fosforilación de Rb. Finalmente, se ha demostrado que la vía de señalización de Notch desempeña un papel importante en el mantenimiento de la inactividad. [11]
Se ha demostrado que la regulación postranscripcional de la expresión génica mediante la síntesis de miARN desempeña un papel igualmente importante en el mantenimiento de la inactividad de las células madre. Las cadenas de miARN se unen a la región 3' no traducida ( 3' UTR ) de los ARNm diana , impidiendo su traducción en proteínas funcionales. La longitud de la UTR 3' de un gen determina su capacidad para unirse a cadenas de miARN, permitiendo así la regulación de la inactividad. Algunos ejemplos de miARN en células madre incluyen miR-126, que controla la vía PI3K/AKT/mTOR en células madre hematopoyéticas, miR-489, que suprime el oncogén DEK en células madre musculares, y miR-31, que regula Myf5 en células madre musculares. Células madre. El secuestro de ARNm de miARN dentro de complejos de ribonucleoproteínas permite que las células inactivas almacenen el ARNm necesario para una entrada rápida a la fase G1 . [11]
Las células madre que han estado inactivas durante mucho tiempo a menudo enfrentan diversos factores estresantes ambientales, como el estrés oxidativo . Sin embargo, varios mecanismos permiten que estas células respondan a tales factores estresantes. Por ejemplo, los factores de transcripción FOXO responden a la presencia de especies reactivas de oxígeno (ROS), mientras que HIF1A y LKB1 responden a condiciones hipóxicas . En las células madre hematopoyéticas, se induce la autofagia para responder al estrés metabólico. [11]
Las células madre son células con la capacidad única de producir células hijas diferenciadas y de preservar su identidad celular mediante la autorrenovación. [12] En los mamíferos, la mayoría de los tejidos adultos contienen células madre específicas de tejido que residen en el tejido y proliferan para mantener la homeostasis durante toda la vida del organismo. Estas células pueden experimentar una inmensa proliferación en respuesta al daño tisular antes de diferenciarse y participar en la regeneración. Algunas células madre tisulares existen en un estado inactivo reversible indefinidamente hasta que son activadas por estímulos externos. Existen muchos tipos diferentes de células madre tisulares, incluidas las células madre musculares (MuSC), las células madre neurales (NSC), las células madre intestinales (ISC) y muchas otras.
Recientemente se ha sugerido que la inactividad de las células madre se compone de dos fases funcionales distintas, G 0 y una fase de "alerta" denominada Alerta G. [13] Se cree que las células madre realizan una transición activa y reversible entre estas fases para responder a los estímulos de lesión y parecen obtener una función regenerativa de tejido mejorada en G Alert . Por lo tanto, se ha propuesto la transición a G Alert como una respuesta adaptativa que permite que las células madre respondan rápidamente a una lesión o estrés preparándolas para la entrada en el ciclo celular. En las células madre musculares, se ha identificado la actividad mTORC1 para controlar la transición de G 0 a G Alert junto con la señalización a través del receptor de HGF cMet . [13]
Si bien un estado de reposo reversible es quizás lo más importante para que las células madre tisulares respondan rápidamente a los estímulos y mantengan una homeostasis y regeneración adecuadas, se pueden encontrar fases G 0 reversibles en células no madre, como los hepatocitos maduros. [14] Los hepatocitos suelen estar inactivos en hígados normales, pero experimentan una replicación limitada (menos de 2 divisiones celulares) durante la regeneración del hígado después de una hepatectomía parcial. Sin embargo, en ciertos casos, los hepatocitos pueden experimentar una inmensa proliferación (más de 70 divisiones celulares), lo que indica que su capacidad de proliferación no se ve obstaculizada por existir en un estado de reposo reversible. [14]
A menudo asociadas con el envejecimiento y las enfermedades relacionadas con la edad in vivo, las células senescentes se pueden encontrar en muchos tejidos renovables, incluido el estroma , la vasculatura , el sistema hematopoyético y muchos órganos epiteliales . Como resultado de la acumulación a lo largo de muchas divisiones celulares, la senescencia se observa a menudo en fenotipos degenerativos asociados con la edad. Se ha descubierto que los fibroblastos senescentes en modelos de función de las células epiteliales mamarias alteran la producción de proteínas de la leche debido a la secreción de metaloproteinasas de la matriz . [15] De manera similar, las células senescentes del músculo liso de la arteria pulmonar provocaron que las células del músculo liso cercanas proliferaran y migraran, lo que tal vez contribuya a la hipertrofia de las arterias pulmonares y, finalmente, a la hipertensión pulmonar. [dieciséis]
Durante la miogénesis esquelética , las células progenitoras cíclicas conocidas como mioblastos se diferencian y fusionan en células musculares no cíclicas llamadas miocitos que permanecen en una fase G 0 terminal . [17] Como resultado, las fibras que forman el músculo esquelético (miofibras) son células con múltiples núcleos, denominadas mionúcleos, ya que cada mionúcleo se originó a partir de un solo mioblasto. Las células del músculo esquelético continúan indefinidamente proporcionando fuerza contráctil a través de contracciones simultáneas de estructuras celulares llamadas sarcómeros . Es importante destacar que estas células se mantienen en una fase G 0 terminal , ya que la alteración de la estructura de las fibras musculares después de la formación de miofibras impediría la transmisión adecuada de la fuerza a lo largo del músculo. El crecimiento muscular puede estimularse mediante crecimiento o lesión e implica el reclutamiento de células madre musculares, también conocidas como células satélite, desde un estado de reposo reversible. Estas células madre se diferencian y fusionan para generar nuevas fibras musculares tanto en paralelo como en serie para aumentar la capacidad de generación de fuerza.
El músculo cardíaco también se forma a través de la miogénesis, pero en lugar de reclutar células madre para fusionarse y formar nuevas células, las células del músculo cardíaco, conocidas como cardiomiocitos , simplemente aumentan de tamaño a medida que el corazón crece. De manera similar al músculo esquelético, si los cardiomiocitos tuvieran que continuar dividiéndose para agregar tejido muscular, las estructuras contráctiles necesarias para la función cardíaca se alterarían.
De los cuatro tipos principales de células óseas, los osteocitos son los más comunes y también existen en una fase G 0 terminal . Los osteocitos surgen de osteoblastos que están atrapados dentro de una matriz autosecretada. Si bien los osteocitos también tienen una actividad sintética reducida, aún cumplen funciones óseas además de generar estructura. Los osteocitos funcionan a través de varios mecanismos mecanosensoriales para ayudar en el recambio rutinario de la matriz ósea.
Fuera de unos pocos nichos neurogénicos en el cerebro, la mayoría de las neuronas están completamente diferenciadas y residen en una fase G 0 terminal . Estas neuronas completamente diferenciadas forman sinapsis donde los axones transmiten señales eléctricas a las dendritas de las neuronas cercanas. En este estado G 0 , las neuronas continúan funcionando hasta la senescencia o la apoptosis. Numerosos estudios han informado de la acumulación de daño en el ADN con la edad, particularmente daño oxidativo , en el cerebro de los mamíferos . [18]
Se descubrió por primera vez que Rim15 desempeña un papel fundamental en el inicio de la meiosis en células de levadura diploides . En condiciones de niveles bajos de glucosa y nitrógeno, que son nutrientes clave para la supervivencia de la levadura, las células diploides de levadura inician la meiosis mediante la activación de genes tempranos específicos de la meiótica (EMG). La expresión de EMG está regulada por Ume6. Ume6 recluta las histonas desacetilasas , Rpd3 y Sin3, para reprimir la expresión de EMG cuando los niveles de glucosa y nitrógeno son altos, y recluta el factor de transcripción EMG Ime1 cuando los niveles de glucosa y nitrógeno son bajos. Rim15, llamado así por su papel en la regulación de un EMG llamado IME2, desplaza a Rpd3 y Sin3, lo que permite a Ume6 llevar Ime1 a los promotores de los EMG para el inicio de la meiosis. [19]
Además de desempeñar un papel en el inicio de la meiosis, también se ha demostrado que Rim15 es un efector crítico para la entrada de células de levadura en G 0 en presencia de estrés. Las señales de varias vías de señalización de nutrientes diferentes convergen en Rim15, que activa los factores de transcripción Gis1, Msn2 y Msn4. Gis1 se une y activa promotores que contienen elementos de cambio de crecimiento posdiáuxico (PDS), mientras que Msn2 y Msn4 se unen y activan promotores que contienen elementos de respuesta al estrés (STRE). Aunque no está claro cómo Rim15 activa Gis1 y Msn2/4, se especula que puede fosforilarlos directamente o estar involucrado en la remodelación de la cromatina. También se ha descubierto que Rim15 contiene un dominio PAS en su terminal N , lo que lo convierte en un miembro recientemente descubierto de la familia de quinasas PAS . El dominio PAS es una unidad reguladora de la proteína Rim15 que puede desempeñar un papel en la detección del estrés oxidativo en la levadura. [19]
La levadura crece exponencialmente mediante la fermentación de la glucosa. Cuando los niveles de glucosa bajan, la levadura pasa de la fermentación a la respiración celular , metabolizando los productos fermentativos de su fase de crecimiento exponencial. Este cambio se conoce como cambio diáuxico, después del cual la levadura ingresa a G 0 . Cuando los niveles de glucosa en el entorno son altos, la producción de AMPc a través de la vía RAS-AMPc-PKA (una vía dependiente de AMPc ) se eleva, lo que hace que la proteína quinasa A (PKA) inhiba su objetivo posterior Rim15 y permita la proliferación celular. Cuando los niveles de glucosa caen, la producción de AMPc disminuye, lo que elimina la inhibición de Rim15 por parte de la PKA y permite que la célula de levadura entre en G 0 . [19]
Además de la glucosa, la presencia de nitrógeno es crucial para la proliferación de levaduras. En condiciones bajas de nitrógeno, Rim15 se activa para promover la detención del ciclo celular mediante la inactivación de las proteínas quinasas TORC1 y Sch9. Si bien TORC1 y Sch9 pertenecen a dos vías separadas, a saber, las vías inducidas por TOR y el medio de crecimiento fermentable respectivamente, ambas proteínas quinasas actúan para promover la retención citoplasmática de Rim15. En condiciones normales, Rim15 está anclado a la proteína citoplasmática 14-3-3 , Bmh2, mediante la fosforilación de su Thr1075. TORC1 inactiva ciertas fosfatasas en el citoplasma, manteniendo Rim15 anclado a Bmh2, mientras que se cree que Sch9 promueve la retención citoplasmática de Rim15 mediante la fosforilación de otro sitio de unión 14-3-3 cercano a Thr1075. Cuando el nitrógeno extracelular es bajo, TORC1 y Sch9 se inactivan, lo que permite la desfosforilación de Rim15 y su posterior transporte al núcleo, donde puede activar factores de transcripción implicados en la promoción de la entrada celular en G 0 . También se ha descubierto que Rim15 promueve su propia exportación desde el núcleo mediante la autofosforilación . [19]
Las células de levadura responden a niveles bajos de fosfato extracelular activando genes que participan en la producción y regulación positiva de fosfato inorgánico. La vía PHO participa en la regulación de los niveles de fosfato. En condiciones normales, el complejo quinasa dependiente de ciclina de levadura , Pho80-Pho85, inactiva el factor de transcripción Pho4 mediante fosforilación. Sin embargo, cuando los niveles de fosfato caen, Pho81 inhibe Pho80-Pho85, permitiendo que Pho4 esté activo. Cuando el fosfato es abundante, Pho80-Pho85 también inhibe el conjunto nuclear de Rim 15 al promover la fosforilación de su sitio de unión Thr1075 Bmh2. Por tanto, Pho80-Pho85 actúa en conjunto con Sch9 y TORC1 para promover la retención citoplasmática de Rim15 en condiciones normales. [19]
La transición de la fase G 1 a la S es promovida por la inactivación de Rb a través de su hiperfosforilación progresiva por los complejos Ciclina D/Cdk4 y Ciclina E /Cdk2 en G 1 tardío . Una observación temprana de que la pérdida de Rb promovía el reingreso al ciclo celular en células G 0 sugirió que Rb también es esencial en la regulación de la transición de G 0 a G 1 en células inactivas. [20] Observaciones adicionales revelaron que los niveles de ARNm de ciclina C son más altos cuando las células humanas salen de G 0 , lo que sugiere que la ciclina C puede estar involucrada en la fosforilación de Rb para promover el reingreso al ciclo celular de las células detenidas en G 0 . Los ensayos de inmunoprecipitación quinasa revelaron que la ciclina C tiene actividad Rb quinasa. Además, a diferencia de las ciclinas D y E, la actividad Rb quinasa de la ciclina C es más alta durante las fases tempranas de G 1 y más baja durante las fases tardías de G 1 y S, lo que sugiere que puede estar involucrada en la transición de G 0 a G 1 . El uso de clasificación celular activada por fluorescencia para identificar células G 0 , que se caracterizan por una alta proporción de ADN a ARN en relación con las células G 1 , confirmó la sospecha de que la ciclina C promueve la salida de G 0 como represión de la ciclina C endógena por el ARNi en mamíferos. Las células aumentaron la proporción de células detenidas en G 0 . Experimentos adicionales que involucran mutación de Rb en sitios de fosforilación específicos mostraron que la fosforilación de Rb con ciclina C en S807/811 es necesaria para la salida de G 0 . Sin embargo, no está claro si este patrón de fosforilación es suficiente para la salida del G0. Finalmente, los ensayos de coinmunoprecipitación revelaron que la quinasa 3 dependiente de ciclina (cdk3) promueve la salida de G 0 formando un complejo con ciclina C para fosforilar Rb en S807/811. Curiosamente, S807/811 también son objetivos de la fosforilación de ciclina D/cdk4 durante la transición de G 1 a S. Esto podría sugerir una posible compensación de la actividad de cdk3 por cdk4, especialmente a la luz de la observación de que la salida de G 0 sólo se retrasa, y no se inhibe permanentemente, en células que carecen de cdk3 pero son funcionales en cdk4. A pesar de la superposición de objetivos de fosforilación, parece que cdk3 sigue siendo necesario para la transición más eficaz de G 0 a G 1 . [21]
Los estudios sugieren que la represión Rb de la familia E2F de factores de transcripción regula la transición de G 0 a G 1 tal como lo hace con la transición de G 1 a S. La activación de los complejos E2F está asociada con el reclutamiento de histonas acetiltransferasas , que activan la expresión génica necesaria para la entrada de G 1 , mientras que los complejos E2F4 reclutan histonas desacetilasas, que reprimen la expresión génica. La fosforilación de Rb por complejos de Cdk permite su disociación de los factores de transcripción E2F y la posterior expresión de genes necesarios para la salida de G 0 . También se ha descubierto que otros miembros de la familia de proteínas de bolsillo Rb , como p107 y p130, participan en la detención de G 0 . Los niveles de p130 están elevados en G 0 y se ha descubierto que se asocia con complejos E2F-4 para reprimir la transcripción de genes diana E2F. Mientras tanto, se ha descubierto que p107 rescata el fenotipo de detención celular después de la pérdida de Rb, aunque p107 se expresa en niveles comparativamente bajos en células G 0 . En conjunto, estos hallazgos sugieren que la represión por Rb de los factores de transcripción E2F promueve la detención celular, mientras que la fosforilación de Rb conduce a la salida de G 0 mediante la desrepresión de los genes diana E2F. [20] Además de su regulación de E2F, también se ha demostrado que Rb suprime la ARN polimerasa I y la ARN polimerasa III , que participan en la síntesis de ARNr . Por lo tanto, la fosforilación de Rb también permite la activación de la síntesis de ARNr, que es crucial para la síntesis de proteínas al entrar en G1 . [21]