stringtranslate.com

Célula ganglionar de la retina

Una célula ganglionar de la retina ( CGR ) es un tipo de neurona ubicada cerca de la superficie interna (la capa de células ganglionares ) de la retina del ojo . Recibe información visual de los fotorreceptores a través de dos tipos de neuronas intermedias: células bipolares y células amacrinas de la retina . Las células amacrinas de la retina, particularmente las células de campo estrecho, son importantes para crear subunidades funcionales dentro de la capa de células ganglionares y hacer que las células ganglionares puedan observar un pequeño punto que se mueve una pequeña distancia. [1] Las células ganglionares de la retina transmiten colectivamente información visual formadora y no formadora de imágenes desde la retina en forma de potencial de acción a varias regiones del tálamo , el hipotálamo y el mesencéfalo o mesencéfalo .

Las células ganglionares de la retina varían significativamente en términos de su tamaño, conexiones y respuestas a la estimulación visual, pero todas comparten la propiedad definitoria de tener un axón largo que se extiende hasta el cerebro. Estos axones forman el nervio óptico , el quiasma óptico y el tracto óptico .

Un pequeño porcentaje de células ganglionares de la retina contribuye poco o nada a la visión, pero son fotosensibles en sí mismas; sus axones forman el tracto retinohipotalámico y contribuyen a los ritmos circadianos y al reflejo luminoso pupilar , el cambio de tamaño de la pupila.

Función

En la retina humana hay entre 0,7 y 1,5 millones de células ganglionares retinianas. [2] Con aproximadamente 4,6 millones de células cónicas y 92 millones de células bastoncillos , o 96,6 millones de fotorreceptores por retina, [3] en promedio, cada célula ganglionar de la retina recibe información de aproximadamente 100 bastones y conos. Sin embargo, estas cifras varían mucho entre individuos y en función de la ubicación de la retina. En la fóvea (centro de la retina), una sola célula ganglionar se comunicará con tan solo cinco fotorreceptores. En la periferia extrema (borde de la retina), una sola célula ganglionar recibirá información de muchos miles de fotorreceptores. [ cita necesaria ]

Las células ganglionares de la retina disparan espontáneamente potenciales de acción a una velocidad base mientras están en reposo. La excitación de las células ganglionares de la retina da como resultado un aumento de la velocidad de activación, mientras que la inhibición produce una disminución de la tasa de activación.

Una imagen en falso color de la retina de una rata de montaje plano vista a través de un microscopio de fluorescencia con un aumento de 50x. Se inyectó un fluoróforo en el nervio óptico, lo que provocó que las células ganglionares de la retina emitieran fluorescencia.

Tipos

Existe una amplia variabilidad en los tipos de células ganglionares entre especies. En los primates, incluidos los humanos, generalmente existen tres clases de CGR:

Según sus proyecciones y funciones, existen al menos cinco clases principales de células ganglionares de la retina:

tipo P

Las células ganglionares de la retina tipo P se proyectan hacia las capas parvocelulares del núcleo geniculado lateral . Estas células se conocen como células ganglionares de la retina enanas, debido al pequeño tamaño de sus árboles dendríticos y cuerpos celulares. Aproximadamente el 80% de todas las células ganglionares de la retina son células enanas de la vía parvocelular . Reciben aportes de relativamente pocos bastones y conos. Tienen una velocidad de conducción lenta y responden a los cambios de color, pero sólo responden débilmente a los cambios de contraste, a menos que el cambio sea grande. Tienen campos receptivos envolventes centrales simples , donde el centro puede estar ENCENDIDO o APAGADO mientras que el envolvente es lo contrario.

Conjunto simulado de respuestas parvocelulares +ML (verde encendido) (derecha) a un vídeo natural (izquierda). Observe la agudeza espacial relativamente alta y las respuestas temporales sostenidas en esta vía. [5]

tipo M

Las células ganglionares de la retina tipo M se proyectan hacia las capas magnocelulares del núcleo geniculado lateral. Estas células se conocen como células ganglionares de la retina parasol , debido al gran tamaño de sus árboles dendríticos y cuerpos celulares. Aproximadamente el 10% de todas las células ganglionares de la retina son células parasol y estas células forman parte de la vía magnocelular. Reciben aportes de relativamente muchos bastones y conos. Tienen una velocidad de conducción rápida y pueden responder a estímulos de bajo contraste, pero no son muy sensibles a los cambios de color. Tienen campos receptivos mucho más grandes que, sin embargo, también son centro-envolventes.

Conjunto simulado de respuestas magnocelulares OFF (derecha) a un video natural (izquierda). Observe respuestas temporales más transitorias en esta vía, en comparación con el tipo P. Esta vía retiniana es en gran medida daltónica. [5]

tipo K

Las células ganglionares de la retina tipo BiK se proyectan hacia las capas koniocelulares del núcleo geniculado lateral. Las células ganglionares de la retina tipo K se han identificado sólo hace relativamente poco tiempo. Koniocelular significa "células tan pequeñas como el polvo"; su pequeño tamaño los hacía difíciles de encontrar. Aproximadamente el 10% de todas las células ganglionares de la retina son células biestratificadas y estas células siguen la vía koniocelular. Reciben aportes de un número intermedio de bastones y conos. Pueden estar involucrados en la visión del color. Tienen campos receptivos muy grandes que solo tienen centros (sin alrededores) y siempre están ENCENDIDOS en el cono azul y APAGADOS tanto en el cono rojo como en el verde.

Conjunto simulado de respuestas koniocelulares +S (azul encendido) (derecha) a un video natural (izquierda). Observe la baja agudeza espacial, que refleja los campos receptivos muy grandes. [5]

Célula ganglionar fotosensible

Las células ganglionares fotosensibles , incluidas, entre otras, las células ganglionares gigantes de la retina, contienen su propio fotopigmento , la melanopsina , que las hace responder directamente a la luz incluso en ausencia de bastones y conos. Se proyectan, entre otras áreas, al núcleo supraquiasmático (SCN) a través del tracto retinohipotalámico para establecer y mantener los ritmos circadianos . Otras células ganglionares de la retina que se proyectan al núcleo geniculado lateral (LGN) incluyen células que establecen conexiones con el núcleo de Edinger-Westphal (EW), para el control del reflejo pupilar a la luz , y células ganglionares gigantes de la retina .

Fisiología

La mayoría de las células ganglionares maduras son capaces de disparar potenciales de acción a alta frecuencia debido a su expresión de los canales de potasio K v 3 . [6] [7] [8]

Patología

La degeneración de los axones de las células ganglionares de la retina (el nervio óptico ) es una característica distintiva del glaucoma . [9]

Biología del desarrollo

Crecimiento de la retina: el comienzo

Las células ganglionares de la retina (CGR) nacen entre el día embrionario 11 y el día cero posnatal en el ratón y entre la semana 5 y la semana 18 en el útero en el desarrollo humano. [10] [11] [12] En los mamíferos, las CGR generalmente se agregan al principio en la cara central dorsal de la copa óptica o primordio del ojo. Luego, el crecimiento de RC se extiende ventral y periféricamente desde allí en un patrón ondulado. [13] Este proceso depende de una serie de factores, que van desde factores de señalización como FGF3 y FGF8 hasta la inhibición adecuada de la vía de señalización de Notch. Lo más importante es que el dominio bHLH (hélice-bucle-hélice básica) que contiene el factor de transcripción Atoh7 y sus efectores posteriores, como Brn3b e Isl-1, trabajan para promover la supervivencia y diferenciación de RGC . [10] La "onda de diferenciación" que impulsa el desarrollo de CGR a través de la retina también está regulada en particular por los factores bHLH Neurog2 y Ascl1 y la señalización FGF/Shh, que se derivan de la periferia. [10] [13] [14]

Crecimiento dentro de la capa de células ganglionares de la retina (fibra óptica)

Las CGR progenitoras tempranas normalmente extenderán los procesos que conectan las membranas limitantes internas y externas de la retina con la capa externa adyacente al epitelio pigmentario de la retina y la interna adyacente al futuro humor vítreo. El soma celular se dirigirá hacia el epitelio pigmentario, sufrirá una división y diferenciación celular terminal y luego migrará hacia la membrana limitante interna en un proceso llamado translocación somal . La cinética de la translocación somal de RGC y los mecanismos subyacentes se comprenden mejor en el pez cebra . [15] El CGR luego extenderá un axón en la capa de células ganglionares de la retina, que se dirige mediante el contacto de la laminina . [16] La retracción del proceso apical del CGR probablemente esté mediada por la señalización de Slit-Robo . [10]

Las CGR crecerán a lo largo de los pies del extremo glial colocados en la superficie interna (el lado más cercano al futuro humor vítreo). La molécula de adhesión de células neuronales (N-CAM) mediará esta unión mediante interacciones homofílicas entre moléculas de isoformas similares (A o B). La señalización de hendidura también desempeña un papel, ya que evita que las RGC crezcan en capas más allá de la capa de fibra óptica. [17]

Los axones de las CGR crecerán y se extenderán hacia el disco óptico , por donde salen del ojo. Una vez diferenciados, están bordeados por una región periférica inhibidora y una región de atracción central, promoviendo así la extensión del axón hacia el disco óptico. Los CSPG existen a lo largo del neuroepitelio de la retina (superficie sobre la que se encuentran las CGR) en un gradiente periférico alto-central bajo. [10] La hendidura también se expresa en un patrón similar, secretada por las células del cristalino. [17] Las moléculas de adhesión, como N-CAM y L1, promoverán el crecimiento central y también ayudarán a fascicular (agrupar) adecuadamente los axones de las RGC. Shh se expresa en un gradiente central alto y periférico bajo, lo que promueve la extensión de los axones RGC que se proyectan centralmente a través de Patched-1, el principal receptor de señalización mediada por Shh. [18]

Crecimiento hacia y a través del nervio óptico.

Las CGR salen de la capa de células ganglionares de la retina a través del disco óptico, lo que requiere un giro de 45°. [10] Esto requiere interacciones complejas con las células gliales del disco óptico que expresarán gradientes locales de Netrin-1, un morfógeno que interactuará con el receptor eliminado en el cáncer colorrectal (DCC) en los conos de crecimiento del axón RGC. Este morfógeno inicialmente atrae los axones de las CGR, pero luego, a través de un cambio interno en el cono de crecimiento de las CGR, la netrina-1 se vuelve repulsiva, empujando al axón lejos del disco óptico. [19] Esto está mediado a través de un mecanismo dependiente de AMPc. Además, la señalización de CSPG y Eph-ephrin también puede estar involucrada.

Las CGR crecerán a lo largo de los pies terminales de las células gliales en el nervio óptico. Estas glías secretarán la semaforina repulsiva 5a y Slit de forma envolvente, cubriendo el nervio óptico, lo que garantiza que permanezcan en el nervio óptico. Vax1, un factor de transcripción, es expresado por el diencéfalo ventral y las células gliales en la región donde se forma el quiasma, y ​​también puede secretarse para controlar la formación de quiasma. [20]

Crecimiento en el quiasma óptico.

Cuando las CGR se acercan al quiasma óptico, el punto en el que se unen los dos nervios ópticos, en el diencéfalo ventral alrededor de los días embrionarios 10 a 11 en el ratón, tienen que tomar la decisión de cruzar al tracto óptico contralateral o permanecer en el tracto óptico ipsilateral. tracto. En el ratón, alrededor del 5% de las CGR, principalmente las que provienen de la región de la media luna ventral-temporal (VTc) de la retina, permanecerán ipsilaterales, mientras que el 95% restante de las CGR se cruzarán. [10] Esto está controlado en gran medida por el grado de superposición binocular entre los dos campos de visión en ambos ojos. Los ratones no tienen una superposición significativa, mientras que los humanos, que la tienen, tendrán alrededor del 50% de las CGR cruzadas y el 50% permanecerá ipsilateral.

Construyendo el contorno repulsivo del quiasma

Una vez que las CGR alcanzan el quiasma, las células gliales que las sostienen cambiarán de una morfología intrafascicular a radial. Un grupo de células diencefálicas que expresan el antígeno embrionario específico de la etapa del antígeno de superficie celular (SSEA) -1 y CD44 formarán una forma de V invertida. [21] Establecerán la cara posterior del borde del quiasma óptico. Además, la señalización de Slit es importante aquí: los proteoglicanos de sulfato de heparina, proteínas de la ECM, anclarán el morfógeno de Slit en puntos específicos del borde del quiasma posterior. [22] Las RGC comenzarán a expresar Robo, el receptor de Slit, en este punto, facilitando así la repulsión.

CGR de proyección contralateral

Los axones de las CGR que viajan al tracto óptico contralateral deben cruzarse. Shh, expresada a lo largo de la línea media en el diencéfalo ventral, proporciona una señal repulsiva para evitar que las CGR crucen la línea media de forma ectópica. Sin embargo, se genera un agujero en este gradiente, lo que permite que los RGC se crucen.

Las moléculas que median la atracción incluyen NrCAM, que se expresa mediante las CGR en crecimiento y la glía de la línea media y actúa junto con Sema6D, mediada a través del receptor de plexina-A1. [10] El VEGF-A se libera desde la línea media y dirige a las CGR a tomar una ruta contralateral, mediada por el receptor de neuropilina-1 (NRP1). [23] El AMPc parece ser muy importante en la regulación de la producción de la proteína NRP1, regulando así la respuesta de los conos de crecimiento al gradiente de VEGF-A en el quiasma. [24]

RGC de proyección ipsilateral

El único componente en ratones que se proyecta ipsilateralmente son las CGR de la media luna ventral-temporal de la retina, y solo porque expresan el factor de transcripción Zic2. Zic2 promoverá la expresión del receptor de tirosina quinasa EphB1, que, a través de señalización directa (ver revisión de Xu et al. [25] ) se unirá al ligando efrina B2 expresado por la glía de la línea media y será repelido para alejarse del quiasma. Algunas RGC de VTc se proyectarán contralateralmente porque expresan el factor de transcripción Islet-2, que es un regulador negativo de la producción de Zic2. [26]

Shh también juega un papel clave en mantener los axones de RGC ipsilaterales. Shh se expresa mediante las CGR que se proyectan contralateralmente y las células gliales de la línea media. Boc, o hermano de CDO (relacionado con CAM/regulado negativamente por oncogenes), un correceptor de Shh que influye en la señalización de Shh a través de Ptch1, [27] parece mediar en esta repulsión, ya que sólo se encuentra en los conos de crecimiento que provienen de la proyección ipsilateral. RGC. [18]

Otros factores que influyen en el crecimiento de las CGR ipsilaterales incluyen la familia Teneurin, que son proteínas de adhesión transmembrana que utilizan interacciones homofílicas para controlar la guía, y Nogo, que se expresa en la glía radial de la línea media. [28] [29] El receptor Nogo solo se expresa en VTc RGC. [10]

Finalmente, otros factores de transcripción parecen desempeñar un papel importante en la alteración. Por ejemplo, Foxg1, también llamado Brain-Factor 1, y Foxd1, también llamado Brain Factor 2, son factores de transcripción de hélice alada que se expresan en las copas ópticas nasal y temporal y las vesículas ópticas comienzan a evaginarse desde el tubo neural. Estos factores también se expresan en el diencéfalo ventral, con Foxd1 expresado cerca del quiasma, mientras que Foxg1 se expresa más rostralmente. Parecen desempeñar un papel en la definición de la proyección ipsilateral al alterar la expresión de la producción de los receptores Zic2 y EphB1. [10] [30]

Crecimiento en el tracto óptico.

Una vez fuera del quiasma óptico, las CGR se extenderán dorsocaudalmente a lo largo de la superficie diencefálica ventral formando el tracto óptico, que las guiará hasta el colículo superior y el núcleo geniculado lateral en los mamíferos, o el tectum en los vertebrados inferiores. [10] Sema3d parece promover el crecimiento, al menos en el tracto óptico proximal, y los reordenamientos citoesqueléticos al nivel del cono de crecimiento parecen ser significativos. [31]

mielinización

En la mayoría de los mamíferos, los axones de las células ganglionares de la retina no están mielinizados cuando pasan a través de la retina. Sin embargo, las partes de los axones que están más allá de la retina están mielinizadas. Este patrón de mielinización se explica funcionalmente por la opacidad relativamente alta de la mielina: los axones mielinizados que pasan sobre la retina absorberían parte de la luz antes de que llegue a la capa de fotorreceptores, reduciendo la calidad de la visión. Hay enfermedades oculares humanas en las que esto sucede. En algunos vertebrados, como el pollo, los axones de las células ganglionares están mielinizados dentro de la retina. [32]

Ver también

Referencias

  1. ^ Masland RH (enero de 2012). "Las tareas de las células amacrinas". Neurociencia Visual . 29 (1): 3–9. doi :10.1017/s0952523811000344. PMC  3652807 . PMID  22416289.
  2. ^ Watson AB (junio de 2014). "Una fórmula para la densidad del campo receptivo de las células ganglionares de la retina humana en función de la ubicación del campo visual" (PDF) . Revista de Visión . 14 (7): 15. doi : 10.1167/14.7.15 . PMID  24982468.
  3. ^ Curcio CA, Sloan KR, Kalina RE, Hendrickson AE (febrero de 1990). "Topografía de fotorreceptores humanos" (PDF) . La Revista de Neurología Comparada . 292 (4): 497–523. doi :10.1002/cne.902920402. PMID  2324310. S2CID  24649779.
  4. ^ Principios de la ciencia neuronal 4ª ed. Kandel et al.
  5. ^ abc Schottdorf M, Lee BB (junio de 2021). "Una descripción cuantitativa de las respuestas de las células ganglionares del macaco a escenas naturales: la interacción del tiempo y el espacio". La Revista de Fisiología . 599 (12): 3169–3193. doi :10.1113/JP281200. PMC 8998785 . PMID  33913164. S2CID  233448275. 
  6. ^ "Conductancias iónicas subyacentes a la excitabilidad en la activación tónica de células ganglionares de la retina de rata adulta".
  7. ^ Henne J, Pöttering S, Jeserich G (diciembre de 2000). "Canales de potasio dependientes de voltaje en células ganglionares de la retina de trucha: un enfoque combinado de RT-PCR biofísica, farmacológica y unicelular". Revista de investigación en neurociencia . 62 (5): 629–37. doi :10.1002/1097-4547(20001201)62:5<629::AID-JNR2>3.0.CO;2-X. PMID  11104501. S2CID  44513007.
  8. ^ Henne J, Jeserich G (enero de 2004). "La maduración de la actividad de pico en las células ganglionares de la retina de la trucha coincide con la regulación positiva de los canales de potasio relacionados con Kv3.1 y BK". Revista de investigación en neurociencia . 75 (1): 44–54. doi :10.1002/jnr.10830. PMID  14689447. S2CID  38851244.
  9. ^ Jadeja RN, Thounaojam MC, Martin PM (2020). "Implicaciones del metabolismo de NAD + en el envejecimiento de la retina y la degeneración de la retina". Medicina Oxidativa y Longevidad Celular . 2020 : 2692794. doi : 10.1155/2020/2692794 . PMC 7238357 . PMID  32454935. 
  10. ^ abcdefghijk Erskine L, Herrera E (1 de enero de 2014). "Conectando la retina con el cerebro". ASN Neuro . 6 (6): 175909141456210. doi :10.1177/1759091414562107. PMC 4720220 . PMID  25504540. 
  11. ^ Petros TJ, Rebsam A, Mason CA (1 de enero de 2008). "Crecimiento del axón retiniano en el quiasma óptico: cruzar o no cruzar". Revista Anual de Neurociencia . 31 : 295–315. doi :10.1146/annurev.neuro.31.060407.125609. PMID  18558857.
  12. ^ Pacal M, Bremner R (mayo de 2014). "Inducción del programa de diferenciación de células ganglionares en progenitores de retina humana antes de la salida del ciclo celular". Dinámica del desarrollo . 243 (5): 712–29. doi : 10.1002/dvdy.24103 . PMID  24339342. S2CID  4133348.
  13. ^ ab Hufnagel RB, Le TT, Riesenberg AL, Brown NL (abril de 2010). "Neurog2 controla la vanguardia de la neurogénesis en la retina de los mamíferos". Biología del desarrollo . 340 (2): 490–503. doi :10.1016/j.ydbio.2010.02.002. PMC 2854206 . PMID  20144606. 
  14. ^ Lo Giudice Q, Leleu M, La Manno G, Fabre PJ (septiembre de 2019). "Lógica transcripcional unicelular de la especificación del destino celular y la guía del axón en las neuronas retinianas tempranas". Desarrollo . 146 (17): dev178103. doi : 10.1242/dev.178103 . PMID  31399471.
  15. ^ Icha J, Kunath C, Rocha-Martins M, Norden C (octubre de 2016). "Los modos independientes de translocación de células ganglionares garantizan la laminación correcta de la retina del pez cebra". La revista de biología celular . 215 (2): 259–275. doi :10.1083/jcb.201604095. PMC 5084647 . PMID  27810916. 
  16. ^ Randlett O, Poggi L, Zolessi FR, Harris WA (abril de 2011). "La aparición orientada de axones de las células ganglionares de la retina está dirigida por el contacto de laminina in vivo". Neurona . 70 (2): 266–80. doi :10.1016/j.neuron.2011.03.013. PMC 3087191 . PMID  21521613. 
  17. ^ ab Thompson H, Andrews W, Parnavelas JG, Erskine L (noviembre de 2009). "Se requiere Robo2 para la guía del axón intrarretiniano mediada por hendidura". Biología del desarrollo . 335 (2): 418–26. doi :10.1016/j.ydbio.2009.09.034. PMC 2814049 . PMID  19782674. 
  18. ^ ab Sánchez-Camacho C, Bovolenta P (noviembre de 2008). "La señalización de Shh autónoma y no autónoma media el crecimiento in vivo y la guía de los axones de las células ganglionares de la retina del ratón". Desarrollo . 135 (21): 3531–41. doi :10.1242/dev.023663. PMID  18832395.
  19. ^ Höpker VH, Shewan D, Tessier-Lavigne M, Poo M, Holt C (septiembre de 1999). "La atracción del cono de crecimiento hacia la netrina-1 se convierte en repulsión por la laminina-1". Naturaleza . 401 (6748): 69–73. Código Bib :1999Natur.401...69H. doi :10.1038/43441. PMID  10485706. S2CID  205033254.
  20. ^ Kim N, Min KW, Kang KH, Lee EJ, Kim HT, Moon K y otros. (septiembre de 2014). "Regulación del crecimiento del axón retiniano por la proteína del homeodominio Vax1 secretada". eVida . 3 : e02671. doi : 10.7554/eLife.02671 . PMC 4178304 . PMID  25201875. 
  21. ^ Sretavan DW, Feng L, Puré E, Reichardt LF (mayo de 1994). "Las neuronas embrionarias del quiasma óptico en desarrollo expresan L1 y CD44, moléculas de la superficie celular con efectos opuestos sobre el crecimiento del axón retiniano". Neurona . 12 (5): 957–75. doi :10.1016/0896-6273(94)90307-7. PMC 2711898 . PMID  7514428. 
  22. ^ Wright KM, Lyon KA, Leung H, Leahy DJ, Ma L, Ginty DD (diciembre de 2012). "El distroglicano organiza la localización de señales de guía de axones y la búsqueda de rutas axonales". Neurona . 76 (5): 931–44. doi :10.1016/j.neuron.2012.10.009. PMC 3526105 . PMID  23217742. 
  23. ^ Erskine L, Reijntjes S, Pratt T, Denti L, Schwarz Q, Vieira JM, et al. (junio de 2011). "La señalización de VEGF a través de la neuropilina 1 guía el cruce del axón comisural en el quiasma óptico". Neurona . 70 (5): 951–65. doi :10.1016/j.neuron.2011.02.052. PMC 3114076 . PMID  21658587. 
  24. ^ Dell AL, Fried-Cassorla E, Xu H, Raper JA (julio de 2013). "La expresión de neuropilina1 inducida por AMPc promueve el cruce de axones retinianos en el quiasma óptico del pez cebra". La Revista de Neurociencia . 33 (27): 11076–88. doi :10.1523/JNEUROSCI.0197-13.2013. PMC 3719991 . PMID  23825413. 
  25. ^ Xu Nueva Jersey, Henkemeyer M (febrero de 2012). "Señalización inversa de efrina en la guía de axones y sinaptogénesis". Seminarios de Biología Celular y del Desarrollo . 23 (1): 58–64. doi :10.1016/j.semcdb.2011.10.024. PMC 3288821 . PMID  22044884. 
  26. ^ Pak W, Hindges R, Lim YS, Pfaff SL, O'Leary DD (noviembre de 2004). "Magnitud de la visión binocular controlada por la represión del islote 2 de un programa genético que especifica la lateralidad de la búsqueda de trayectorias del axón retiniano". Celúla . 119 (4): 567–78. doi : 10.1016/j.cell.2004.10.026 . PMID  15537545. S2CID  16663526.
  27. ^ Allen BL, Song JY, Izzi L, Althaus IW, Kang JS, Charron F, et al. (junio de 2011). "Roles superpuestos y requisitos colectivos para los correceptores GAS1, CDO y BOC en la función de la vía SHH". Célula del desarrollo . 20 (6): 775–87. doi :10.1016/j.devcel.2011.04.018. PMC 3121104 . PMID  21664576. 
  28. ^ Wang J, Chan CK, Taylor JS, Chan SO (junio de 2008). "Localización de Nogo y su receptor en la vía óptica de embriones de ratón". Revista de investigación en neurociencia . 86 (8): 1721–33. doi :10.1002/jnr.21626. PMID  18214994. S2CID  25123173.
  29. ^ Kenzelmann D, Chiquet-Ehrismann R, Leachman NT, Tucker RP (marzo de 2008). "La teneurina-1 se expresa en regiones interconectadas del cerebro en desarrollo y se procesa in vivo". Biología del desarrollo de BMC . 8 : 30. doi : 10.1186/1471-213X-8-30 . PMC 2289808 . PMID  18366734. 
  30. ^ Herrera E, Marcus R, Li S, Williams SE, Erskine L, Lai E, Mason C (noviembre de 2004). "Foxd1 es necesario para la formación adecuada del quiasma óptico". Desarrollo . 131 (22): 5727–39. doi : 10.1242/dev.01431 . PMID  15509772.
  31. ^ Sakai JA, Halloran MC (marzo de 2006). "Semaphorin 3d guía la lateralidad de las proyecciones de células ganglionares de la retina en el pez cebra". Desarrollo . 133 (6): 1035–44. doi :10.1242/dev.02272. PMID  16467361.
  32. Villegas GM (julio de 1960). "Estudio con microscopía electrónica de la retina de vertebrados". La Revista de Fisiología General . 43(6)Suplemento (6): 15–43. doi :10.1085/jgp.43.6.15. PMC 2195075 . PMID  13842313. 

enlaces externos