stringtranslate.com

Criptocromo

Los criptocromos (del griego κρυπτός χρώμα, «color oculto») son una clase de flavoproteínas que se encuentran en plantas y animales sensibles a la luz azul . Están implicados en los ritmos circadianos y en la detección de campos magnéticos en varias especies. El nombre criptocromo se propuso como una combinación de la naturaleza cromática del fotorreceptor y los organismos criptogámicos en los que se llevaron a cabo muchos estudios de luz azul. [1] [2]

Los genes CRY1 y CRY2 codifican las proteínas CRY1 y CRY2, respectivamente. [3] Los criptocromos se clasifican en Cry vegetal y Cry animal. El Cry animal se puede categorizar además en tipo insecto (Tipo I) y similar a mamífero (Tipo II). CRY1 es un fotorreceptor circadiano mientras que CRY2 es un represor de reloj que reprime el complejo Reloj/Ciclo (Bmal1) en insectos y vertebrados . [4] En las plantas, la fotorrecepción de luz azul se puede utilizar para indicar señales de desarrollo. [5] Además de las clorofilas , los criptocromos son las únicas proteínas conocidas por formar pares de radicales fotoinducidos in vivo . [6] Estos parecen permitir a algunos animales detectar campos magnéticos.

Los criptocromos han sido el foco de varios esfuerzos actuales en optogenética . Mediante el uso de la transfección , los estudios iniciales en levaduras han aprovechado el potencial de la heterodimerización de CRY2 para controlar los procesos celulares, incluida la expresión génica , mediante la luz.

Descubrimiento

Aunque Charles Darwin documentó por primera vez las respuestas de las plantas a la luz azul en la década de 1880, no fue hasta la década de 1980 que la investigación comenzó a identificar el pigmento responsable. [7] En 1980, los investigadores descubrieron que el gen HY4 de la planta Arabidopsis thaliana era necesario para la sensibilidad de la planta a la luz azul y, cuando el gen fue secuenciado en 1993, mostró una alta homología de secuencia con la fotoliasa , una proteína de reparación del ADN activada por la luz azul. [8] El análisis de la secuencia de referencia de la isoforma d del criptocromo-1 muestra dos dominios conservados con proteínas fotoliasas. Las posiciones de nucleótidos de la isoforma d 6 a 491 muestran un dominio conservado con la desoxirribodipirimidina fotoliasa , y las posiciones 288 a 486 muestran un dominio conservado con el dominio de unión FAD de la ADN fotoliasa. [9] El análisis genómico comparativo respalda a las proteínas fotoliasas como los ancestros de los criptocromos. Sin embargo, en 1995 quedó claro que los productos del gen HY4 y sus dos homólogos humanos no exhibían actividad de fotoliasa y eran en cambio una nueva clase de fotorreceptores de luz azul que se suponía que eran fotopigmentos circadianos . [10] En 1996 y 1998, se identificaron homólogos de Cry en Drosophila y ratones , respectivamente. [11] [12]

Historia evolutiva

Los criptocromos (CRY1, CRY2) son proteínas muy conservadas y muy antiguas desde el punto de vista evolutivo que pertenecen a la superfamilia de las flavoproteínas, que existe en todos los reinos de la vida. Los criptocromos se derivan de las fotoliasas, que son enzimas bacterianas que se activan con la luz y participan en la reparación del daño del ADN inducido por los rayos UV, y están estrechamente relacionadas con ellas .

En eucariotas , los criptocromos ya no conservan esta actividad enzimática original. Al utilizar un alelo marcado con T-ADN del gen cry1 en la planta Arabidopsis , los investigadores determinaron que el gen cry1 codificaba una flavoproteína sin actividad fotoliasa y con una cola C-terminal única . [13] La proteína codificada por este gen se denominó criptocromo 1 para distinguirla de sus proteínas fotoliasa ancestrales y se descubrió que estaba involucrada en la fotorrecepción de la luz azul. Los estudios de mutantes knockout cry de Drosophila llevaron al descubrimiento posterior de que las proteínas criptocromo también están involucradas en la regulación del reloj circadiano de los mamíferos. El gen cry de Drosophila codifica de manera similar una flavoproteína sin actividad fotoliasa que también se une a los cromóforos de pterina . [13] Se descubrió que los mutantes cry ( cry b ) expresaban niveles arrítmicos de luciferasa , así como proteínas PER y TIM en células fotorreceptoras. [13] A pesar de la arritmicidad de estos niveles de proteína, los mutantes cry b todavía mostraron ritmicidad en el comportamiento general, pero no pudieron sincronizarse con pulsos cortos de luz, lo que llevó a los investigadores a concluir que las neuronas laterales dorsales y ventrales (las células marcapasos primarias de Drosophila) todavía estaban funcionando de manera efectiva. [13] Sin embargo, cuando los mutantes cry b también tenían ojos compuestos que no respondían visualmente, no lograron sincronizarse conductualmente con las señales ambientales . [13] Estos hallazgos llevaron a los investigadores a concluir que la proteína criptocromo codificada por cry es necesaria para el fotoentrenamiento de Drosophila . En mamíferos, se descubrió un análogo proteico de la proteína criptocromo de Drosophila con la propiedad característica de carecer de actividad fotoliasa, lo que llevó a los investigadores a considerarlo en la misma clase de proteínas criptocromo. [13] En ratones, la mayor expresión de cry1 se observa en el núcleo supraquiasmático (SCN), donde los niveles fluctúan rítmicamente. [13] Debido al papel del SCN como marcapasos primario de los mamíferos, así como a las fluctuaciones rítmicas en la expresión de cry1 , los investigadores concluyeron que cry1 también era necesario para el arrastre de los ritmos circadianos de los mamíferos.

Un error común en la historia evolutiva de las proteínas criptocromáticas es que las proteínas de mamíferos y plantas son ortólogas entre sí que evolucionaron directamente a partir de un gen de fotoliasa compartido. Sin embargo, el análisis genómico indica que las proteínas criptocromáticas de mamíferos y moscas muestran una mayor similitud de secuencia con las proteínas de fotoliasa (6-4) que con las proteínas criptocromáticas de plantas. [13] Por lo tanto, es probable que las proteínas criptocromáticas de plantas y animales muestren un caso único de evolución convergente al evolucionar repetidamente nuevas funciones independientemente unas de otras a partir de un único gen cry ancestral común . [13]

La investigación de Worthington et al. (2003) indica que los criptocromos evolucionaron primero en bacterias y se identificaron en Vibrio cholerae . [14] La secuenciación del genoma de esta bacteria identificó tres genes en la familia fotoliasa/criptocromo, todos los cuales tienen los cofactores folato y flavina característicos de estas proteínas. [14] De estos genes, uno codifica una fotoliasa, mientras que los otros dos codifican proteínas criptocromo designadas VcCry1 y VcCry2. [14] Cashmore AR et al. (1999) plantean la hipótesis de que los criptocromos de mamíferos se desarrollaron más tarde en la historia evolutiva, poco después de que las plantas y los animales divergieran basándose en dominios genómicos conservados entre los criptocromos animales y la proteína fotoliasa de Arabidopsis (6-4). [13] Basándose en el papel de los criptocromos en el arrastre de los ritmos circadianos de los mamíferos, los investigadores actuales plantean la hipótesis de que se desarrollaron simultáneamente con la coevolución de las proteínas PER, TIM, CLOCK y CYCLE , pero actualmente no hay pruebas suficientes para determinar el momento exacto de la evolución ni el mecanismo de la misma. [13]

Estructura

Todos los miembros de la superfamilia de flavoproteínas tienen las características de un dominio de homología de fotoliasa (PHR) N-terminal . El dominio PHR puede unirse al cofactor dinucleótido de flavina y adenina (FAD) y a un cromóforo que capta luz . [15] La estructura del criptocromo implica un pliegue muy similar al de la fotoliasa, dispuesto como un haz ortogonal con una sola molécula de FAD unida de forma no covalente a la proteína. [15] Estas proteínas tienen longitudes y superficies variables en el extremo C-terminal, debido a los cambios en el genoma y la apariencia que resultan de la falta de enzimas reparadoras del ADN . [15] El diagrama de Ramachandran muestra que la estructura secundaria de la proteína CRY1 es principalmente una hélice alfa dextrógira con poca o ninguna superposición estérica. La estructura de CRY1 está formada casi en su totalidad por hélices alfa, con varios bucles y pocas láminas beta . [15]

Función

Fototropismo

En las plantas, los criptocromos median el fototropismo , o crecimiento direccional hacia una fuente de luz, en respuesta a la luz azul. Ahora se sabe que esta respuesta tiene su propio conjunto de fotorreceptores, las fototropinas .

A diferencia de los fitocromos y las fototropinas, los criptocromos no son quinasas . Su cromóforo flavina es reducido por la luz y transportado al núcleo celular , donde afecta la presión de turgencia y causa la posterior elongación del tallo. Para ser más específicos, Cry2 es responsable de la expansión de cotiledones y hojas mediada por luz azul. La sobreexpresión de Cry2 en plantas transgénicas aumenta la expansión de cotiledones estimulada por luz azul, lo que da como resultado muchas hojas anchas y ninguna flor en lugar de unas pocas hojas primarias con una flor. [16] Una doble mutación de pérdida de función en los genes Early Flowering 3 (elf3) y Cry2 de Arabidopsis thaliana retrasa la floración bajo luz continua y se demostró que la acelera durante días largos y cortos, lo que sugiere que CRY2 de Arabidopsis puede desempeñar un papel en la aceleración del tiempo de floración durante la luz continua. [17]

Fotomorfogénesis

Los receptores de criptocromos hacen que las plantas respondan a la luz azul a través de la fotomorfogénesis . Ayudan a controlar el desarrollo de las semillas y las plántulas, así como el paso de la etapa de desarrollo vegetativo a la de floración.

En Arabidopsis , CRY1 es el principal inhibidor de la elongación del hipocótilo, pero CRY2 inhibe la elongación del hipocótilo en condiciones de baja intensidad de luz azul. CRY2 promueve la floración en condiciones de día largo. [18]

El gen CRY media la fotomorfogénesis de varias maneras. El extremo C-terminal de CRY interactúa con CONTITUTIVE PHOTOMORPHOGENIC 1 (COP1), una ligasa de ubiquitina E3 que reprime la fotomorfogénesis y el tiempo de floración. La interacción inhibe la actividad de COP1 y permite que se acumulen factores de transcripción como ELONGATED HYPOCOTYL 5 (HY5). [19] HY5 es un factor de cremallera de leucina básica (bZIP) que promueve la fotomorfogénesis al unirse a genes sensibles a la luz. CRY interactúa con la subunidad β AGB1 de la proteína G, donde HY5 se disocia de AGB1 y se activa. CRY interactúa con PHYTOCHROME-INTERACTING FACTOR 4 (PIF4) y PIF5, represores de la fotomorfogénesis y promotores de la elongación del hipocótilo, para reprimir la actividad de transcripción de PIF4 y PIF5. Por último, CRY puede inhibir la señalización de auxina y brasinoesteroide (BR) para promover la fotomorfogénesis. [18]

Captura de luz

A pesar de mucha investigación sobre el tema, la fotorrecepción y fototransducción del criptocromo en Drosophila y Arabidopsis thaliana aún es poco entendida. Se sabe que los criptocromos poseen dos cromóforos: pterina (en forma de ácido 5,10-meteniltetrahidrofólico (MTHF)) y flavina (en forma de FAD). [20] Ambos pueden absorber un fotón , y en Arabidopsis , la pterina parece absorber a una longitud de onda de 380 nm y la flavina a 450 nm. Estudios anteriores han apoyado un modelo por el cual la energía capturada por la pterina se transfiere a la flavina. [21] Bajo este modelo de fototransducción, FAD luego se reduciría a FADH, que probablemente media la fosforilación de un cierto dominio en el criptocromo. Esto podría desencadenar una cadena de transducción de señales , posiblemente afectando la regulación genética en el núcleo celular .

Una nueva hipótesis [22] propone que las moléculas asociadas detectan la transducción de una señal luminosa en una señal química en los criptocromos de las plantas, que podría ser desencadenada por una carga negativa fotoinducida en el cofactor FAD o en el ácido aspártico vecino [23] [24] dentro de la proteína. Esta carga negativa repelería electrostáticamente la molécula de ATP unida a la proteína y, por lo tanto, también el dominio C-terminal de la proteína, que cubre el bolsillo de unión de ATP antes de la absorción de fotones. El cambio resultante en la conformación de la proteína podría conducir a la fosforilación de sitios de fosforilación previamente inaccesibles en el C-terminal y el segmento fosforilado dado podría entonces liberar el factor de transcripción HY5 al competir por el mismo sitio de unión en el regulador negativo de la fotomorfogénesis COP1 .

En Drosophila puede funcionar un mecanismo diferente . El verdadero estado fundamental del cofactor de flavina en CRY de Drosophila aún se debate, y algunos modelos indican que el FAD se encuentra en forma oxidada [25] , mientras que otros apoyan un modelo en el que el cofactor de flavina existe en forma de radical aniónico , FAD.−
• Recientemente, los investigadores han observado que el FAD oxidado se reduce fácilmente a FAD.−
• por la luz. Además, las mutaciones que bloquearon la fotorreducción no tuvieron efecto sobre la degradación inducida por la luz de CRY, mientras que las mutaciones que alteraron la estabilidad de FAD−
• función del fotorreceptor CRY destruida. [26] [27] Estas observaciones respaldan un estado fundamental de FAD−
•. Los investigadores también han propuesto recientemente un modelo en el que el FAD−
se excita a su estado doblete o cuarteto mediante la absorción de un fotón, lo que luego conduce a un cambio conformacional en la proteína CRY. [28]

Además, los ojos anulares de la larva de la demosponja Amphimedon queenslandica expresan un criptocromo sensible a la luz azul (Aq-Cry2), que podría mediar la fototaxis. En contraste, los ojos de la mayoría de los animales utilizan opsinas fotosensibles expresadas en células fotorreceptoras, que comunican información sobre la luz del entorno al sistema nervioso. Sin embargo, A. queenslandica carece de un sistema nervioso, como otras esponjas . Y tampoco tiene un gen de opsina en su genoma completamente secuenciado , a pesar de tener muchos otros receptores acoplados a proteína G (GPCR). Por lo tanto, los ojos únicos de la esponja deben haber desarrollado un mecanismo diferente para detectar la luz y mediar la fototaxis, posiblemente con criptocromos u otras proteínas. [29]

Función del iris

Los iris aislados se contraen en respuesta a la luz a través de una respuesta de transducción fotomecánica (PMTR) en una variedad de especies y requieren melanopsina o criptocromo para hacerlo. [30] El iris de los embriones de pollo detecta la luz de longitud de onda corta a través de un criptocromo, en lugar de opsinas. [31] La investigación de Margiotta y Howard (2020) muestra que la PMTR del músculo estriado del iris del pollo ocurre con la activación del gen CRY por la luz azul de 430 nm. [30] La PMTR se inhibió en los knockouts del gen CRY y disminuyó cuando se inhibió la flavina reductasa, pero permaneció intacta con la adición de antagonistas de la melanopsina. [30] De manera similar, se encontraron proteínas citosólicas CRY1 y CRY2 en los miotubos del iris , y la disminución de la transcripción de estos genes inhibió las PMTR. [30] Por lo tanto, las mayores PMTR del iris se corresponden con el desarrollo de fibras musculares estriadas, en lugar de lisas, a través de PMTR mediadas por CRY . [30]

Ritmo circadiano

Estudios en animales y plantas sugieren que los criptocromos juegan un papel fundamental en la generación y mantenimiento de ritmos circadianos. [32] De manera similar, los criptocromos juegan un papel importante en el arrastre de ritmos circadianos en plantas. [33] En Drosophila , el criptocromo (dCRY) actúa como un fotorreceptor de luz azul que modula directamente la entrada de luz en el reloj circadiano, [34] mientras que en mamíferos, los criptocromos (CRY1 y CRY2) actúan como represores de transcripción dentro del reloj circadiano. [35] Algunos insectos, incluyendo la mariposa monarca , tienen una versión de criptocromo tanto similar a la de los mamíferos como a la de Drosophila , proporcionando evidencia de un mecanismo de reloj ancestral que involucra funciones tanto de detección de luz como de represión transcripcional para el criptocromo. [36] [37]

Los mutantes Cry han alterado los ritmos circadianos, lo que demuestra que Cry afecta al marcapasos circadiano. La Drosophila con Cry mutado muestra poco o ningún ciclo de ARNm. [38] Una mutación puntual en cry b , que es necesaria para la asociación de flavina en la proteína CRY, da como resultado que no haya ciclo de proteína PER o TIM ni en DD ni en LD. [39] Además, los ratones que carecen de los genes Cry1 o Cry2 muestran períodos de funcionamiento libre alterados de manera diferencial, pero aún son capaces de fotoentrenamiento. Sin embargo, los ratones que carecen de Cry1 y Cry2 son arrítmicos tanto en LD como en DD y siempre tienen altos niveles de ARNm de Per1 . Estos resultados sugieren que los criptocromos desempeñan un papel fotorreceptor, además de actuar como reguladores negativos de la expresión del gen Per en ratones. [40]

EnDrosophila

En Drosophila , el criptocromo solo está codificado por un gen Cry (d Cry) y funciona como un fotorreceptor de luz azul. La exposición a la luz azul induce una conformación similar a la del mutante CRY siempre activo con una deleción C-terminal (CRYΔ). [28] La vida media de esta conformación es de 15 minutos en la oscuridad y facilita la unión de CRY a otros productos del gen del reloj, PER y TIM , de manera dependiente de la luz. [41] [28] [34] [42] Una vez unido por dCRY, dTIM se compromete a la degradación por el sistema ubiquitina- proteasoma . [28] [42]

Aunque los pulsos de luz no se sincronizan, los ciclos de LD de fotoperiodo completo aún pueden impulsar el ciclo en las neuronas ventrales y laterales en el cerebro de Drosophila . Estos datos, junto con otros resultados, sugieren que CRY es el fotorreceptor autónomo de las células para los relojes corporales en Drosophila y puede desempeñar un papel en el sincronización no paramétrica (sincronización por pulsos de luz discretos cortos). Sin embargo, las neuronas laterales reciben información de luz a través de la vía CRY de luz azul y la vía de la rodopsina . Por lo tanto, CRY está involucrado en la percepción de la luz y es una entrada al reloj circadiano, sin embargo, no es la única entrada para la información de la luz, ya que se ha demostrado un ritmo sostenido en ausencia de la vía CRY, en la que se cree que la vía de la rodopsina está proporcionando alguna entrada de luz. [43] Recientemente, también se ha demostrado que existe una respuesta a la luz mediada por CRY que es independiente de la interacción CRY-TIM circadiana clásica. Se cree que este mecanismo requiere un mecanismo redox basado en flavina que depende de la conductancia del canal de potasio. Se ha demostrado que esta respuesta a la luz mediada por CRY aumenta la activación del potencial de acción en cuestión de segundos después de una respuesta a la luz en Drosophila sin opsina . [44]

El criptocromo, como muchos genes implicados en el ritmo circadiano, muestra ciclos circadianos en los niveles de ARNm y proteína. En Drosophila , las concentraciones de ARNm de Cry se ciclan bajo un ciclo de luz-oscuridad (LD), con niveles altos en la luz y niveles bajos en la oscuridad. [38] Este ciclo persiste en oscuridad constante (DD), pero con una amplitud reducida. [38] La transcripción del gen Cry también cicla con una tendencia similar. [38] Los niveles de proteína CRY, sin embargo, ciclan de una manera diferente a la transcripción de Cry y los niveles de ARNm. En LD, la proteína CRY tiene niveles bajos en la luz y niveles altos en la oscuridad, y, en DD, los niveles de CRY aumentan continuamente a lo largo del día y la noche subjetivos. [38] Por lo tanto, la expresión de CRY está regulada por el reloj a nivel transcripcional y por la luz a nivel traduccional y postraduccional. [38]

La sobreexpresión de Cry también afecta las respuestas circadianas a la luz. En Drosophila , la sobreexpresión de Cry aumenta la sensibilidad de las moscas a la luz de baja intensidad. [38] Esta regulación de los niveles de proteína CRY por la luz sugiere que CRY tiene un papel circadiano antes de otros genes y componentes del reloj. [38]

En los mamíferos

En los mamíferos, las proteínas criptocromo están codificadas por dos genes, Cry1 y Cry2.

Llorar2

El criptocromo es uno de los cuatro grupos de genes/proteínas del reloj de mamíferos que generan un bucle de retroalimentación negativa de transcripción-traducción (TTFL), junto con Period (PER) , CLOCK y BMAL1 . [45] En este bucle, las proteínas CLOCK y BMAL1 son activadores transcripcionales , que juntos se unen a los promotores de los genes Cry2 y Per y activan su transcripción. [45] Las proteínas CRY2 y PER luego se unen entre sí, ingresan al núcleo e inhiben la transcripción activada por CLOCK-BMAL1. [45] Por lo tanto, la función general de CRY2 es reprimir la transcripción de CLOCK y BMAL1.

Llorar1

Cry1 codifica la proteína CRY1, que es un fotorreceptor circadiano de los mamíferos. En ratones, la expresión de Cry1 muestra ritmos circadianos en el núcleo supraquiasmático , una región del cerebro involucrada en la generación de ritmos circadianos, con niveles de ARNm que alcanzan su pico durante la fase de luz y un mínimo en la oscuridad. [46] Estas oscilaciones diarias en la expresión se mantienen en oscuridad constante. [46]

Aunque CRY1 ha sido bien establecido como un homólogo de TIM en mamíferos, el papel de CRY1 como fotorreceptor en mamíferos ha sido controvertido. Los primeros artículos indicaban que CRY1 tiene funciones tanto independientes como dependientes de la luz. Un estudio realizado por Selby CP et al. (2000) encontró que los ratones sin rodopsina pero con criptocromo aún responden a la luz; sin embargo, en ratones sin rodopsina ni criptocromo, la transcripción de c-Fos , un mediador de la sensibilidad a la luz, cae significativamente. [47] En los últimos años, los datos han apoyado a la melanopsina como el principal fotorreceptor circadiano, en particular las células de melanopsina que median el arrastre y la comunicación entre el ojo y el núcleo supraquiasmático (SCN). [48] Una de las principales dificultades para confirmar o negar a CRY como fotorreceptor mamífero es que cuando el gen es eliminado, el animal se vuelve arrítmico, por lo que es difícil medir su capacidad como un fotorreceptor puro. Sin embargo, algunos estudios recientes indican que el CRY1 humano puede mediar la respuesta a la luz en los tejidos periféricos. [49]

El ritmo circadiano normal de los mamíferos depende fundamentalmente de la expresión retardada de Cry1 tras la activación del promotor Cry1 . Mientras que los ritmos en la activación del promotor Per2 y los niveles de ARNm de Per2 tienen casi la misma fase, la producción de ARNm de Cry1 se retrasa aproximadamente cuatro horas en relación con la activación del promotor Cry1 . [50] Este retraso es independiente de los niveles de CRY1 o CRY2 y está mediado por una combinación de elementos E/E'-box y D-box en el promotor y elementos de unión RevErbA / ROR (RRE) en el primer intrón del gen. [51] La transfección de células arrítmicas de doble knock out Cry1 −/− Cry2 −/− con solo el promotor Cry1 (que provoca la expresión constitutiva de Cry1 ) no es suficiente para rescatar la ritmicidad. La transfección de estas células tanto con el promotor como con el primer intrón es necesaria para la restauración de los ritmos circadianos en estas células. [51]

Hay evidencia de que CRY1 puede desempeñar un papel en la forma en que los patrones de sueño-vigilia se pueden heredar a través de las familias. Existe una mutación, CRY1Δ11, que causa un retraso en el ritmo circadiano de una persona. [52]   CRY1Δ11 es una variante de empalme que ha eliminado una sección autoinhibitoria del gen. [52] Provoca un retraso al aumentar la afinidad de CLOCK y BMAL , lo que a su vez alarga el período. [52] Esto hace que las personas con esta mutación tengan un punto medio de sueño más tardío que el resto de la población, lo que causa un trastorno conocido como trastorno de la fase de sueño-vigilia retrasada . [52]

CRY1 también es un modulador clave en la reparación del ADN , específicamente a través de la regulación temporal. [53] CRY1 tiene un impacto en la progresión del ciclo celular, particularmente en el punto de control G2/M, y el agotamiento de CRY1 conduce a efectos en las redes de reparación del ADN, incluyendo la reparación de desajustes, UV y escisión de nucleótidos. [53] En el cáncer , CRY1 se estabiliza por el daño del ADN, lo que hace que la expresión de CRY1 se asocie con peores resultados en el cáncer de próstata . [53] Debido a su papel en la reparación del ADN y a que es pro-tumorigénico, futuras investigaciones pueden utilizar CRY1 como un objetivo terapéutico .

Las variantes de CRY1 pueden tener efectos en los seres humanos en lo que respecta al gasto metabólico. Según un estudio de 2021, los gastos metabólicos, medidos a través de las deposiciones , fueron muy diferentes para los participantes que eran de tipo salvaje en comparación con aquellos con la variante CRY1Δ11. [52] Los participantes con la variante tenían un ciclo de sueño retrasado y un gasto metabólico retrasado en comparación con el tipo salvaje. [52]

Recepción magnética

Se ha propuesto el mecanismo del par radical para la magnetorrecepción cuántica en aves. [54]

La magnetorrecepción es un sentido que permite a un organismo detectar un campo magnético para percibir la dirección, la altitud o la ubicación. Los datos experimentales sugieren que los criptocromos en las neuronas fotorreceptoras de los ojos de las aves están involucrados en la orientación magnética durante la migración . [55] También se cree que los criptocromos son esenciales para la capacidad dependiente de la luz de la Drosophila para detectar campos magnéticos . [56] Una vez se informó que los campos magnéticos también afectaban a los criptocromos en las plantas Arabidopsis thaliana : el comportamiento de crecimiento parecía verse afectado por los campos magnéticos en presencia de luz azul (pero no roja). [57] Sin embargo, estos resultados luego resultaron ser irreproducibles bajo condiciones estrictamente controladas en otro laboratorio, [58] lo que sugiere que los criptocromos de las plantas no responden a los campos magnéticos.

El criptocromo forma un par de radicales con espines correlacionados cuando se expone a la luz azul. [59] [60] Los pares de radicales también pueden generarse por la reoxidación oscura independiente de la luz del cofactor flavina por el oxígeno molecular a través de la formación de pares de radicales FADH-superóxido correlacionados por espín. [61] Se plantea la hipótesis de que la magnetorrecepción funciona a través del efecto del campo magnético circundante en la correlación (paralela o antiparalela) de estos radicales, lo que afecta la vida útil de la forma activada del criptocromo. La activación del criptocromo puede afectar la sensibilidad a la luz de las neuronas de la retina , con el resultado general de que el animal puede sentir el campo magnético. [62] Los criptocromos animales y las fotoliasas animales (6-4) estrechamente relacionadas contienen una cadena más larga de triptófanos que transfieren electrones que otras proteínas de la superfamilia criptocromo-fotoliasa (una tétrada de triptófano en lugar de una tríada). [63] [64] La cadena más larga conduce a una mejor separación y a vidas medias más largas de 1000 veces más de los pares de radicales flavina-triptófano fotoinducidos que en las proteínas con una tríada de triptófanos. [63] [64] La ausencia de recombinación selectiva de espín de estos pares de radicales en escalas de tiempo de nanosegundos a microsegundos parece ser incompatible con la sugerencia de que la magnetorrecepción por criptocromos se basa en la reacción de luz directa.

Referencias

  1. ^ Gressel J (1979). "Fotorrecepción de luz azul". Fotoquímica y fotobiología . 30 (6): 749–754. doi :10.1111/j.1751-1097.1979.tb07209.x. ISSN  1751-1097. S2CID  98643540.
  2. ^ Yang Z, Liu B, Su J, Liao J, Lin C, Oka Y (enero de 2017). "Los criptocromos orquestan la regulación de la transcripción de diversas respuestas a la luz azul en las plantas". Fotoquímica y fotobiología . 93 (1): 112–127. doi :10.1111/php.12663. PMC 6167254 . PMID  27861972. 
  3. ^ van der Spek PJ, Kobayashi K, Bootsma D, Takao M, Eker AP, Yasui A (octubre de 1996). "Clonación, expresión tisular y mapeo de un homólogo de la fotoliasa humana con similitud con los receptores de luz azul de las plantas". Genomics . 37 (2): 177–182. doi :10.1006/geno.1996.0539. hdl : 1765/55742 . PMID  8921389.
  4. ^ Ozturk N (enero de 2017). "Clasificación filogenética y funcional de la familia fotoliasa/criptocromo". Fotoquímica y fotobiología . 93 (1): 104–111. doi : 10.1111/php.12676 . PMID  27864885. S2CID  36494968.
  5. ^ PDB : 1u3c ​; Brautigam CA, Smith BS, Ma Z, Palnitkar M, Tomchick DR, Machius M, Deisenhofer J (agosto de 2004). "Estructura del dominio similar a la fotoliasa del criptocromo 1 de Arabidopsis thaliana". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 101 (33): 12142–12147. Bibcode :2004PNAS..10112142B. doi : 10.1073/pnas.0404851101 . PMC 514401 . PMID  15299148. 
  6. ^ Hore PJ, Mouritsen H (julio de 2016). "El mecanismo de pares radicales de la magnetorrecepción". Revisión anual de biofísica . 45 (1): 299–344. doi : 10.1146/annurev-biophys-032116-094545 . PMID:  27216936. S2CID  : 7099782.
  7. ^ Darwin C (1881). El poder del movimiento en las plantas. Nueva York: D. Appleton and Company.
  8. ^ Ahmad M, Cashmore AR (noviembre de 1993). "El gen HY4 de A. thaliana codifica una proteína con características de un fotorreceptor de luz azul". Nature . 366 (6451): 162–166. Bibcode :1993Natur.366..162A. doi :10.1038/366162a0. PMID  8232555. S2CID  4256360.
  9. ^ "Regulador circadiano 1 del criptocromo CRY1 [Homo sapiens (humano)] - Gen - NCBI". www.ncbi.nlm.nih.gov . Consultado el 11 de abril de 2023 .
  10. ^ Thompson CL, Sancar A (2004). "Criptocromo: descubrimiento de un fotopigmento circadiano". En Lenci F, Horspool WM (ed.). Manual del CRC de fotoquímica y fotobiología orgánica . Boca Raton: CRC Press. págs. 1381–89. ISBN 978-0-8493-1348-6.
  11. ^ Todo T, Ryo H, Yamamoto K, Toh H, Inui T, Ayaki H, et al. (abril de 1996). "Similitud entre la fotoliasa (6-4) de Drosophila, un homólogo de la fotoliasa humana, y la familia de fotorreceptores de luz azul de la fotoliasa de ADN". Science . 272 ​​(5258): 109–112. Bibcode :1996Sci...272..109T. doi :10.1126/science.272.5258.109. PMID  8600518. S2CID  23151554.
  12. ^ Kobayashi K, Kanno S, Smit B, van der Horst GT, Takao M, Yasui A (noviembre de 1998). "Caracterización de homólogos de fotoliasa/receptor de luz azul en células humanas y de ratón". Nucleic Acids Research . 26 (22): 5086–5092. doi :10.1093/nar/26.22.5086. PMC 147960 . PMID  9801304. 
  13. ^ abcdefghijk Cashmore AR, Jarillo JA, Wu YJ, Liu D (abril de 1999). "Criptocromos: receptores de luz azul para plantas y animales". Science . 284 (5415): 760–765. Bibcode :1999Sci...284..760C. doi :10.1126/science.284.5415.760. PMID  10221900.
  14. ^ abc Worthington EN, Kavakli IH, Berrocal-Tito G, Bondo BE, Sancar A (octubre de 2003). "Purificación y caracterización de tres miembros de la familia de fotoliasas/criptocromos fotorreceptores de luz azul de Vibrio cholerae". The Journal of Biological Chemistry . 278 (40): 39143–39154. doi : 10.1074/jbc.m305792200 . hdl : 11147/4670 . PMID  12878596.
  15. ^ abcd Zeng Z, Wei J, Liu Y, Zhang W, Mabe T (mayo de 2018). "Magnetorecepción del criptocromo 1 fotoactivado en electroquímica y transferencia de electrones". ACS Omega . 3 (5): 4752–4759. doi :10.1021/acsomega.8b00645. PMC 6641772 . PMID  31458694. 
  16. ^ Hsu DS, Zhao X, Zhao S, Kazantsev A, Wang RP, Todo T, et al. (noviembre de 1996). "Los supuestos fotorreceptores humanos de luz azul hCRY1 y hCRY2 son flavoproteínas". Biochemistry . 35 (44): 13871–13877. doi :10.1021/bi962209o. PMID  8909283.
  17. ^ Nefissi R, Natsui Y, Miyata K, Oda A, Hase Y, Nakagawa M, et al. (mayo de 2011). "La mutación de doble pérdida de función en los genes EARLY FLOWERING 3 y CRYPTOCHROME 2 retrasa la floración con luz continua pero la acelera con días largos y días cortos: un papel importante para Arabidopsis CRY2 para acelerar el tiempo de floración con luz continua". Journal of Experimental Botany . 62 (8): 2731–2744. doi : 10.1093/jxb/erq450 . PMID  21296763.
  18. ^ ab Zhong M, Zeng B, Tang D, Yang J, Qu L, Yan J, et al. (agosto de 2021). "El receptor de luz azul CRY1 interactúa con las proteínas GID1 y DELLA para reprimir la señalización de GA durante la fotomorfogénesis en Arabidopsis". Molecular Plant . 14 (8): 1328–1342. doi : 10.1016/j.molp.2021.05.011 . PMID  33971366. S2CID  234361952.
  19. ^ Mao Z, Wei X, Li L, Xu P, Zhang J, Wang W, et al. (julio de 2021). "El criptocromo 1 de Arabidopsis controla la fotomorfogénesis mediante la regulación de la deposición de H2A.Z". The Plant Cell . 33 (6): 1961–1979. doi :10.1093/plcell/koab091. PMC 8290288 . PMID  33768238. 
  20. ^ Song SH, Dick B, Penzkofer A, Pokorny R, Batschauer A, Essen LO (octubre de 2006). "Caracterización espectroscópica de absorción y fluorescencia del criptocromo 3 de Arabidopsis thaliana". Revista de fotoquímica y fotobiología. B, Biología . 85 (1): 1–16. Bibcode :2006JPPB...85....1S. doi :10.1016/j.jphotobiol.2006.03.007. PMID  16725342.
  21. ^ Hoang N, Bouly JP, Ahmad M (enero de 2008). "Evidencia de un papel de detección de luz para el folato en los receptores de luz azul del criptocromo de Arabidopsis". Molecular Plant . 1 (1): 68–74. doi : 10.1093/mp/ssm008 . PMID  20031915.
  22. ^ Müller P, Bouly JP (enero de 2015). "Búsqueda del mecanismo de señalización por el criptocromo de los fotorreceptores de plantas" (PDF) . FEBS Letters . 589 (2): 189–192. Bibcode :2015FEBSL.589..189M. doi :10.1016/j.febslet.2014.12.008. PMID  25500270. S2CID  207635307.
  23. ^ Müller P, Bouly JP, Hitomi K, Balland V, Getzoff ED, Ritz T, Brettel K (junio de 2014). "La unión de ATP convierte al criptocromo de la planta en un fotointerruptor natural eficiente". Scientific Reports . 4 : 5175. Bibcode :2014NatSR...4E5175M. doi :10.1038/srep05175. PMC 4046262 . PMID  24898692. 
  24. ^ Cailliez F, Müller P, Gallois M, de la Lande A (septiembre de 2014). "La unión de ATP y la protonación de aspartato mejoran la transferencia de electrones fotoinducida en el criptocromo vegetal". Journal of the American Chemical Society . 136 (37): 12974–12986. doi :10.1021/ja506084f. PMID  25157750.
  25. ^ Berndt A, Kottke T, Breitkreuz H, Dvorsky R, Hennig S, Alexander M, Wolf E (abril de 2007). "Un nuevo mecanismo de fotorreacción para el criptocromo del fotorreceptor de luz azul circadiano de Drosophila". The Journal of Biological Chemistry . 282 (17): 13011–13021. doi : 10.1074/jbc.M608872200 . PMID  17298948.
  26. ^ Song SH, Oztürk N, Denaro TR, Arat NO, Kao YT, Zhu H, et al. (junio de 2007). "Formación y función del radical anión flavina en el fotorreceptor de luz azul criptocromo 1 de la mariposa monarca". The Journal of Biological Chemistry . 282 (24): 17608–17612. doi : 10.1074/jbc.M702874200 . PMID  17459876.
  27. ^ Öztürk N, Song SH, Selby CP, Sancar A (febrero de 2008). "Criptocromos animales de tipo 1. Análisis del estado redox del cofactor flavina mediante mutagénesis dirigida al sitio". The Journal of Biological Chemistry . 283 (6): 3256–3263. doi : 10.1074/jbc.M708612200 . PMID  18056988.
  28. ^ abcd Ozturk N, Selby CP, Annayev Y, Zhong D, Sancar A (enero de 2011). "Mecanismo de reacción del criptocromo de Drosophila". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 108 (2): 516–521. Bibcode :2011PNAS..108..516O. doi : 10.1073/pnas.1017093108 . PMC 3021015 . PMID  21187431. 
  29. ^ Rivera AS, Ozturk N, Fahey B, Plachetzki DC, Degnan BM, Sancar A, Oakley TH (abril de 2012). "El criptocromo receptor de luz azul se expresa en un ojo de esponja que carece de neuronas y opsina". The Journal of Experimental Biology . 215 (Pt 8): 1278–1286. doi :10.1242/jeb.067140. PMC 3309880 . PMID  22442365. 
  30. ^ abcde Margiotta JF, Howard MJ (2020). "Los criptocromos median la transducción fotomecánica intrínseca en el iris de las aves y el músculo estriado somático". Frontiers in Physiology . 11 : 128. doi : 10.3389/fphys.2020.00128 . PMC 7047837 . PMID  32153427. 
  31. ^ Tu DC, Batten ML, Palczewski K, Van Gelder RN (octubre de 2004). "Fotorrecepción no visual en el iris del pollo". Science . 306 (5693): 129–131. Bibcode :2004Sci...306..129T. doi :10.1126/science.1101484. PMID  15459395. S2CID  26821205.
  32. ^ Klarsfeld A, Malpel S, Michard-Vanhée C, Picot M, Chélot E, Rouyer F (febrero de 2004). "Características novedosas de la fotorrecepción mediada por criptocromo en el reloj circadiano cerebral de Drosophila". The Journal of Neuroscience . 24 (6): 1468–1477. doi :10.1523/JNEUROSCI.3661-03.2004. PMC 6730330 . PMID  14960620. 
  33. ^ Somers DE, Devlin PF, Kay SA (noviembre de 1998). "Fitocromos y criptocromos en el ajuste del reloj circadiano de Arabidopsis". Science . 282 (5393): 1488–1490. doi :10.1126/science.282.5393.1488. PMID  9822379. S2CID  24882653.
  34. ^ ab Emery P, Stanewsky R, Helfrich-Förster C, Emery-Le M, Hall JC, Rosbash M (mayo de 2000). "Drosophila CRY es un fotorreceptor circadiano cerebral profundo". Neuron . 26 (2): 493–504. doi : 10.1016/S0896-6273(00)81181-2 . PMID  10839367. S2CID  15553260.
  35. ^ Reppert SM, Weaver DR (agosto de 2002). "Coordinación del ritmo circadiano en mamíferos". Nature . 418 (6901): 935–941. Bibcode :2002Natur.418..935R. doi :10.1038/nature00965. PMID  12198538. S2CID  4430366.
  36. ^ Zhu H, Sauman I, Yuan Q, Casselman A, Emery-Le M, Emery P, Reppert SM (enero de 2008). "Los criptocromos definen un nuevo mecanismo de reloj circadiano en las mariposas monarca que puede ser la base de la navegación con brújula solar". PLOS Biology . 6 (1): e4. doi : 10.1371/journal.pbio.0060004 . PMC 2174970 . PMID  18184036. 
  37. ^ Zhu H, Yuan Q, Briscoe AD, Froy O, Casselman A, Reppert SM (diciembre de 2005). "Los dos GRITOS de la mariposa". Current Biology . 15 (23): R953–R954. Bibcode :2005CBio...15.R953Z. doi : 10.1016/j.cub.2005.11.030 . PMID  16332522. S2CID  2130485.
  38. ^ abcdefgh Emery P, So WV, Kaneko M, Hall JC, Rosbash M (noviembre de 1998). "CRY, un criptocromo regulado por la luz y el reloj de Drosophila, es un importante contribuyente al restablecimiento del ritmo circadiano y la fotosensibilidad". Cell . 95 (5): 669–679. doi : 10.1016/S0092-8674(00)81637-2 . PMID  9845369. S2CID  15629055.
  39. ^ Stanewsky R, Kaneko M, Emery P, Beretta B, Wager-Smith K, Kay SA, et al. (noviembre de 1998). "La mutación cryb identifica al criptocromo como un fotorreceptor circadiano en Drosophila". Cell . 95 (5): 681–692. doi : 10.1016/S0092-8674(00)81638-4 . PMID  9845370. S2CID  6996815.
  40. ^ Vitaterna MH, Selby CP, Todo T, Niwa H, Thompson C, Fruechte EM, et al. (octubre de 1999). "Regulación diferencial de los genes del período de los mamíferos y la ritmicidad circadiana por los criptocromos 1 y 2". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 96 (21): 12114–12119. Bibcode :1999PNAS...9612114V. doi : 10.1073/pnas.96.21.12114 . PMC 18421 . PMID  10518585. 
  41. ^ Griffin EA, Staknis D, Weitz CJ (octubre de 1999). "Función independiente de la luz de CRY1 y CRY2 en el reloj circadiano de los mamíferos". Science . 286 (5440): 768–771. doi :10.1126/science.286.5440.768. PMID  10531061.
  42. ^ ab Busza A, Emery-Le M, Rosbash M, Emery P (junio de 2004). "Funciones de los dos dominios estructurales del CRIPTOCROMO de Drosophila en la fotorrecepción circadiana". Science . 304 (5676): 1503–1506. Bibcode :2004Sci...304.1503B. doi :10.1126/science.1096973. PMID  15178801. S2CID  18388605.
  43. ^ Dunlap JC (enero de 1999). "Bases moleculares de los relojes circadianos". Cell . 96 (2): 271–290. doi : 10.1016/S0092-8674(00)80566-8 . PMID  9988221. S2CID  14991100.
  44. ^ Fogle KJ, Parson KG, Dahm NA, Holmes TC (marzo de 2011). "CRYPTOCHROME es un sensor de luz azul que regula la tasa de activación neuronal". Science . 331 (6023): 1409–1413. Bibcode :2011Sci...331.1409F. doi :10.1126/science.1199702. PMC 4418525 . PMID  21385718. 
  45. ^ abc Sancar A, Lindsey-Boltz LA, Kang TH, Reardon JT, Lee JH, Ozturk N (junio de 2010). "Control del reloj circadiano de la respuesta celular al daño del ADN". FEBS Letters . 584 (12): 2618–2625. Bibcode :2010FEBSL.584.2618S. doi :10.1016/j.febslet.2010.03.017. PMC 2878924 . PMID  20227409. 
  46. ^ ab Miyamoto Y, Sancar A (mayo de 1998). "Fotorreceptores de luz azul basados ​​en vitamina B2 en el tracto retinohipotalámico como pigmentos fotoactivos para ajustar el reloj circadiano en mamíferos". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 95 (11): 6097–6102. Bibcode :1998PNAS...95.6097M. doi : 10.1073/pnas.95.11.6097 . PMC 27591 . PMID  9600923. 
  47. ^ Selby CP, Thompson C, Schmitz TM, Van Gelder RN, Sancar A (diciembre de 2000). "Redundancia funcional de criptocromos y fotorreceptores clásicos para la fotorrecepción ocular no visual en ratones". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 97 (26): 14697–14702. Bibcode :2000PNAS...9714697S. doi : 10.1073/pnas.260498597 . PMC 18981 . PMID  11114194. 
  48. ^ Hattar S, Liao HW, Takao M, Berson DM, Yau KW (febrero de 2002). "Células ganglionares de la retina que contienen melanopsina: arquitectura, proyecciones y fotosensibilidad intrínseca". Science . 295 (5557): 1065–1070. Bibcode :2002Sci...295.1065H. doi :10.1126/science.1069609. PMC 2885915 . PMID  11834834. 
  49. ^ Hoang N, Schleicher E, Kacprzak S, Bouly JP, Picot M, Wu W, et al. (julio de 2008). Schibler U (ed.). "Los criptocromos humanos y de Drosophila son activados por la luz mediante la fotorreducción de flavina en células vivas". PLOS Biology . 6 (7): e160. doi : 10.1371/journal.pbio.0060160 . PMC 2443192 . PMID  18597555. 
  50. ^ Sato TK, Yamada RG, Ukai H, Baggs JE, Miraglia LJ, Kobayashi TJ, et al. (marzo de 2006). "La represión por retroalimentación es necesaria para el funcionamiento del reloj circadiano en los mamíferos". Nature Genetics . 38 (3): 312–319. doi :10.1038/ng1745. PMC 1994933 . PMID  16474406. 
  51. ^ ab Ukai-Tadenuma M, Yamada RG, Xu H, Ripperger JA, Liu AC, Ueda HR (enero de 2011). "El retraso en la represión de la retroalimentación por criptocromo 1 es necesario para la función del reloj circadiano". Cell . 144 (2): 268–281. doi : 10.1016/j.cell.2010.12.019 . PMID  21236481. S2CID  8159963.
  52. ^ abcdef Smieszek SP, Brzezynski JL, Kaden AR, Shinn JA, Wang J, Xiao C, et al. (octubre de 2021). "Un estudio observacional que investiga la variante CRY1Δ11 asociada con patrones de sueño-vigilia retrasados ​​y gasto metabólico circadiano". Scientific Reports . 11 (1): 20103. Bibcode :2021NatSR..1120103S. doi :10.1038/s41598-021-99418-2. PMC 8505610 . PMID  34635699. 
  53. ^ abc Shafi AA, McNair CM, McCann JJ, Alshalalfa M, Shostak A, Severson TM, et al. (enero de 2021). "El criptocromo circadiano, CRY1, es un factor pro-tumorigénico que modula rítmicamente la reparación del ADN". Nature Communications . 12 (1): 401. Bibcode :2021NatCo..12..401S. doi :10.1038/s41467-020-20513-5. PMC 7810852 . PMID  33452241. S2CID  249811333. 
  54. ^ Hore PJ , Mouritsen H (abril de 2022). "La naturaleza cuántica de la migración de las aves". Scientific American : 24–29.
  55. ^ Heyers D, Manns M, Luksch H, Güntürkün O, Mouritsen H (septiembre de 2007). Iwaniuk A (ed.). "Una vía visual vincula las estructuras cerebrales activas durante la orientación con brújula magnética en aves migratorias". PLOS ONE . ​​2 (9): e937. Bibcode :2007PLoSO...2..937H. doi : 10.1371/journal.pone.0000937 . PMC 1976598 . PMID  17895978. 
  56. ^ Gegear RJ, Casselman A, Waddell S, Reppert SM (agosto de 2008). "El criptocromo media la magnetosensibilidad dependiente de la luz en Drosophila". Nature . 454 (7207): 1014–1018. Bibcode :2008Natur.454.1014G. doi :10.1038/nature07183. PMC 2559964 . PMID  18641630. 
  57. ^ Ahmad M, Galland P, Ritz T, Wiltschko R, Wiltschko W (febrero de 2007). "La intensidad magnética afecta las respuestas dependientes del criptocromo en Arabidopsis thaliana". Planta . 225 (3): 615–624. Código Bibliográfico :2007Plant.225..615A. doi :10.1007/s00425-006-0383-0. PMID  16955271. S2CID  96263.
    * "El "sexto sentido" de las plantas". Centre national de la recherche scientifique (Nota de prensa). 7 de septiembre de 2006. Archivado desde el original el 16 de julio de 2011.
  58. ^ Harris SR, Henbest KB, Maeda K, Pannell JR, Timmel CR, Hore PJ, Okamoto H (diciembre de 2009). "Efecto de los campos magnéticos en las respuestas dependientes del criptocromo en Arabidopsis thaliana". Journal of the Royal Society, Interface . 6 (41): 1193–1205. doi :10.1098/rsif.2008.0519. PMC 2817153 . PMID  19324677. 
  59. ^ Rodgers CT, Hore PJ (enero de 2009). "Magnetorrecepción química en aves: el mecanismo del par radical". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 106 (2): 353–360. Bibcode :2009PNAS..106..353R. doi : 10.1073/pnas.0711968106 . PMC 2626707 . PMID  19129499. 
  60. ^ Biskup T, Schleicher E, Okafuji A, Link G, Hitomi K, Getzoff ED , Weber S (2009). "Observación directa de un par de radicales fotoinducidos en un fotorreceptor de luz azul criptocromo". Angewandte Chemie . 48 (2): 404–407. doi :10.1002/anie.200803102. PMC 4329312. PMID  19058271 . 
  61. ^ Müller P, Ahmad M (junio de 2011). "El criptocromo activado por luz reacciona con el oxígeno molecular para formar un par de radicales flavina-superóxido consistente con la magnetorrecepción". The Journal of Biological Chemistry . 286 (24): 21033–21040. doi : 10.1074/jbc.M111.228940 . PMC 3122164 . PMID  21467031. 
  62. ^ Chandler D, Ilia Solov'yov I, Schulten K. "Criptocromo y detección magnética". Instituto Beckman de Ciencia y Tecnología Avanzada, Universidad de Illinois Urbana-Champaign . Consultado el 14 de abril de 2011 .
  63. ^ ab Müller P, Yamamoto J, Martin R, Iwai S, Brettel K (noviembre de 2015). "Descubrimiento y análisis funcional de un cuarto triptófano transferidor de electrones conservado exclusivamente en criptocromos animales y fotoliasas (6-4)". Chemical Communications . 51 (85): 15502–15505. doi :10.1039/C5CC06276D. PMID  26355419.
  64. ^ ab Cailliez F, Müller P, Firmino T, Pernot P, de la Lande A (febrero de 2016). "Energética de la migración de carga fotoinducida dentro de la tétrada de triptófano de una fotoliasa animal (6-4)". Revista de la Sociedad Química Estadounidense . 138 (6): 1904–1915. doi :10.1021/jacs.5b10938. PMID  26765169.

Enlaces externos