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cultivo celular 3D

Un cultivo celular en 3D es un entorno creado artificialmente en el que se permite que las células biológicas crezcan o interactúen con su entorno en las tres dimensiones. A diferencia de los entornos 2D (por ejemplo, una placa de Petri ), un cultivo celular 3D permite que las células in vitro crezcan en todas direcciones, de forma similar a como lo harían in vivo . [1] Estos cultivos tridimensionales generalmente se cultivan en biorreactores, pequeñas cápsulas en las que las células pueden crecer hasta convertirse en esferoides o colonias de células 3D. Por lo general se cultivan aproximadamente 300 esferoides por biorreactor. [1]

Fondo

Los cultivos celulares en 3D se utilizan en la investigación desde hace varias décadas. [2] Uno de los primeros enfoques registrados para su desarrollo fue a principios del siglo XX, con los esfuerzos de Alexis Carrel para desarrollar métodos para cultivos de tejidos in vitro prolongados. [3] Los primeros estudios de los años 80, dirigidos por Mina Bissell del Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley , destacaron la importancia de las técnicas 3D para crear modelos de cultivo in vitro precisos. Este trabajo se centró en la importancia de la matriz extracelular y la capacidad de los cultivos en matrices artificiales 3D para producir estructuras multicelulares fisiológicamente relevantes, como estructuras acinares en modelos de tejido mamario sano y canceroso. Estas técnicas se han aplicado a modelos de enfermedades in vitro utilizados para evaluar las respuestas celulares a compuestos farmacéuticos. [4]

Eric Simon, en un informe de subvención del NIH SBIR de 1988, demostró que el electrohilado podía utilizarse para producir esteras fibrosas de poliestireno y policarbonato a escala nano y submicrónica (ahora conocidas como andamios) destinadas específicamente a su uso como sustratos celulares in vitro. Este uso temprano de redes fibrosas electrohiladas para el cultivo celular y la ingeniería de tejidos demostró que varios tipos de células, incluidos los fibroblastos de prepucio humano (HFF), el carcinoma humano transformado (HEp-2) y el epitelio de pulmón de visón (MLE), se adherirían y proliferarían sobre las fibras. . Se observó que, a diferencia de la morfología aplanada que normalmente se observa en el cultivo 2D, las células cultivadas en las fibras electrohiladas exhibieron una morfología tridimensional redondeada más histotípica generalmente observada in vivo. [5]

El cultivo celular en 3D, al emular aspectos esenciales del entorno in vivo, incluidas las interacciones entre las células y la matriz extracelular, permite la recreación fiel de la arquitectura estructural y funciones especializadas en tejidos normales o tumores en un entorno de laboratorio. Este enfoque modela auténticamente las condiciones y procesos de los tejidos vivos, produciendo respuestas similares a las observadas in vivo. Desde sus inicios en la década de 1970, el cultivo celular en 3D ha proporcionado información importante sobre los mecanismos que regulan la homeostasis de los tejidos y el cáncer. [6] Además, ha acelerado la investigación traslacional en los ámbitos de la biología del cáncer y la ingeniería de tejidos. [7]

Propiedades

En el tejido vivo, las células existen en microambientes 3D con intrincadas interacciones célula-célula y célula-matriz y dinámicas de transporte complejas para nutrientes y células. [8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] [15] [16] Los cultivos celulares estándar 2D o monocapa son representaciones inadecuadas de este entorno, lo que a menudo los convierte en predictores poco confiables de en Eficacia y toxicidad de los fármacos vivo . [17] [14] Los esferoides 3D se parecen más al tejido in vivo en términos de comunicación celular y desarrollo de matrices extracelulares . [1] Estas matrices ayudan a las células a poder moverse dentro de su esferoide de manera similar a como se moverían las células en el tejido vivo. [10] Los esferoides son, por tanto, modelos mejorados para la migración , diferenciación , supervivencia y crecimiento celular . [15] Además, los cultivos celulares en 3D proporcionan una representación más precisa de la polarización celular, ya que en 2D, las células solo pueden polarizarse parcialmente. [10] Además, las células cultivadas en 3D exhiben una expresión genética diferente a las cultivadas en 2D. [10]

La tercera dimensión del crecimiento celular proporciona más espacio de contacto para las entradas mecánicas y para la adhesión celular , que es necesaria para la ligadura de integrinas , la contracción celular e incluso la señalización intracelular. [18] [19] La difusión normal de solutos y la unión a proteínas efectoras (como factores de crecimiento y enzimas ) también dependen de la matriz celular 3D, por lo que es fundamental para el establecimiento de gradientes de concentración de solutos a escala tisular [20] [21]

A los efectos de la detección toxicológica de fármacos , es mucho más útil probar la expresión genética de células in vitro cultivadas en 3D que en 2D, ya que la expresión genética de los esferoides 3D se parecerá más a la expresión genética in vivo. Por último, los cultivos celulares en 3D tienen mayor estabilidad y vida útil más larga que los cultivos celulares en 2D. [22] Esto significa que son más adecuados para estudios a largo plazo y para demostrar los efectos a largo plazo del fármaco. Los entornos 3D también permiten que las células crezcan sin perturbaciones. En 2D, las células deben someterse a una tripsinización regular para proporcionarles suficientes nutrientes para el crecimiento celular normal. [23] Se han cultivado esferoides 3D en un laboratorio durante hasta 302 días manteniendo un crecimiento saludable y no canceroso. [22]

En la investigación interdisciplinaria de la biología y la aeroespacial, los andamios impresos en 3D también se utilizan para proteger las células del efecto de la gravedad durante el lanzamiento. [24]

Clasificación de métodos de cultivo 3D.

Existe una gran cantidad de herramientas de cultivo disponibles comercialmente que afirman ofrecer las ventajas del cultivo celular en 3D. En general, las plataformas se pueden clasificar en dos tipos de métodos de cultivo 3D: técnicas scaffold y técnicas scaffold-free .

Un modelo que muestra tres ejemplos de técnicas utilizadas para cultivar células en un entorno 3D.

Técnicas de andamio

Las técnicas de andamiaje incluyen el uso de andamios sólidos, hidrogeles y otros materiales. En un estudio reciente, se exploró la potencialidad de las células madre CD34+ humanas generando un modelo 3D de gel de agarosa in vitro para comprender el proceso de osificación ósea. [25] Se pueden utilizar andamios para generar un modelo 3D de microtejidos cultivando fibroblastos fuera de las células tumorales, imitando la interacción del estroma tumoral. [26]

La eficacia de los andamios en diversas aplicaciones, particularmente en ingeniería de tejidos, se ve significativamente afectada por factores como la distribución de los poros, el área de superficie expuesta y la porosidad. La cantidad y disposición de estos elementos influyen tanto en la profundidad como en la velocidad a la que las células penetran el volumen de la estructura, la estructura de la matriz extracelular resultante y, en última instancia, el éxito del proceso regenerativo. [27] Los andamios se pueden producir con diversas arquitecturas dependiendo del método de fabricación, lo que lleva a una distribución de poros aleatoria o diseñada con precisión. [28] Recientemente, se han empleado técnicas avanzadas de creación rápida de prototipos controladas por computadora para crear andamios con geometrías bien organizadas. [29]

Hidrogeles

Dado que la matriz extracelular natural (ECM) es importante en la supervivencia, proliferación, diferenciación y migración de las células, se consideran diferentes matrices de hidrogel que imitan la estructura natural de la ECM como enfoques potenciales hacia el cultivo celular similar al in vivo. [30] [31] [32] Los hidrogeles están compuestos de poros interconectados con alta retención de agua, lo que permite un transporte eficiente de, por ejemplo, nutrientes y gases. Se encuentran disponibles varios tipos diferentes de hidrogeles de materiales naturales y sintéticos para el cultivo celular en 3D, incluidos, por ejemplo, hidrogeles de extracto de ECM animal, hidrogeles de proteínas, hidrogeles de péptidos, hidrogeles de polímeros e hidrogeles de nanocelulosa a base de madera .

El enfoque para elaborar la réplica óptima de ECM se basa en las características específicas de la cultura en cuestión y normalmente implica el empleo de procesos químicos diversos e independientes. [33] Por ejemplo, la utilización de químicas fotolábiles puede provocar la erosión de regiones específicas dentro de un gel, y la posterior exposición de estas áreas permite la aplicación de ligandos adhesivos, lo que promueve la adhesión y migración celular. [34] Se prevé el desarrollo de marcos más complejos, que comprendan redes entrelazadas de sustancias químicas bajo el control tanto de las células como de los usuarios. En esencia, no existe una red singular capaz de emular fielmente la intrincada ECM de cada tipo de tejido. Sin embargo, una integración cuidadosa de señales bioinspiradas en geles sintéticos tiene el potencial de producir andamios resistentes y versátiles aplicables en varios sistemas de cultivo celular. [35]

Técnicas sin andamios

Las técnicas sin andamio emplean otro enfoque independiente del uso del andamio. Los métodos sin andamios incluyen, por ejemplo, el uso de placas de baja adhesión, placas colgantes, superficies con micromodelos y biorreactores giratorios , levitación magnética y bioimpresión 3D magnética .

esferoides

Microscopía electrónica de un esferoide de mesotelioma (NCI-H226). [36] Barras de escala, 200 μm.

Los esferoides son un tipo de modelado celular tridimensional que simula mejor las condiciones ambientales de una célula viva en comparación con un modelo celular bidimensional, específicamente con las reacciones entre las células y las reacciones entre las células y la matriz. [37] Los esferoides son útiles en el estudio de las características fisiológicas cambiantes de las células, [38] la diferencia en la estructura de las células sanas y las células tumorales, y los cambios que experimentan las células al formar un tumor. [39] Se utilizaron esferoides cocultivados con células tumorales y sanas para simular cómo las células cancerosas interactúan con las células normales. [40] Los esferoides también se pueden cocultivar con fibroblastos para imitar la interacción tumor-estroma. [41] Los esferoides se pueden cultivar con algunos métodos diferentes. Un método común es utilizar placas de baja adhesión celular, generalmente una placa de 96 pocillos, para producir en masa cultivos de esferoides, donde los agregados se forman en el fondo redondeado de las placas celulares. [36] [42] Los esferoides también se pueden cultivar utilizando el método de la gota colgante [43], que implica la formación de agregados celulares en gotas que cuelgan de la superficie de una placa celular. [37] Otros métodos bajo investigación incluyen el uso de biorreactores de vasos de pared giratoria, que hacen girar y cultivan las células cuando están constantemente en caída libre y forman agregados en capas. [44] Recientemente, se han estandarizado algunos protocolos para producir esferoides uniformes y confiables. . [45] Los investigadores también habían explorado métodos estandarizados, económicos y reproducibles para el cultivo celular en 3D. [46] Para mejorar la reproducibilidad y la transparencia en los experimentos con esferoides, un consorcio internacional desarrolló MISpheroID (Información mínima en identidad de esferoides). [47]

Clústeroides

los clusteroides son un tipo de modelado celular tridimensional similar a los esferoides pero se distinguen por su método de creación; Se cultivan como grupos de células en un sistema acuoso de dos fases de emulsión Pickering agua en agua utilizando tensión interfacial y contracción osmótica para empaquetar las células en grupos densos que luego se cultivan en un hidrogel en tejidos u organoides . [48] ​​[49]

En ausencia de vasos sanguíneos, la permeabilidad al oxígeno se ve afectada durante la formación del núcleo necrótico y esto impide el uso ex vivo de cultivos celulares 3D. Existe una plantilla de emulsión que puede superar este problema. Este enfoque permitió a los investigadores ajustar la composición celular para lograr las condiciones ideales para promover la síntesis de diversos marcadores de proteínas angiogénicas dentro de los clusteroides cocultivados. [50] Las células HUVEC exhiben una reacción a la presencia de células Hep-G2 y sus derivados generando brotes de células endoteliales en Matrigel, todo sin la introducción externa del factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) u otros agentes que inducen la angiogénesis. [51] [52] La replicación de esta técnica de cultivo es sencilla para generar varios esferoides de cocultivo celular. [53] La plantilla de emulsión Pickering w/w ayuda enormemente en la construcción de modelos de cocultivo 3D, ofreciendo un potencial significativo para aplicaciones en pruebas de fármacos e ingeniería de tejidos. [54]

Biorreactores

Los biorreactores utilizados para cultivos celulares en 3D son pequeñas cámaras cilíndricas de plástico diseñadas específicamente para cultivar células en tres dimensiones. El biorreactor utiliza materiales sintéticos bioactivos , como membranas de tereftalato de polietileno, para rodear las células esferoides en un entorno que mantiene altos niveles de nutrientes. [55] [56] Son fáciles de abrir y cerrar, de modo que los esferoides celulares se pueden retirar para realizar pruebas, pero la cámara es capaz de mantener un 100 % de humedad en todo momento. [1] Esta humedad es importante para lograr el máximo crecimiento y función celular. La cámara del biorreactor es parte de un dispositivo más grande que gira para garantizar un crecimiento celular igual en cada dirección en tres dimensiones. [1]
MC2 Biotek ha desarrollado un biorreactor para incubar prototejidos que utiliza el intercambio de gases para mantener altos niveles de oxígeno dentro de la cámara celular. [57] Esta es una mejora con respecto a los biorreactores anteriores porque los niveles más altos de oxígeno ayudan a que la célula crezca y experimente una respiración celular normal. [15]

Los esfuerzos de colaboración entre empresas de ingeniería de tejidos (TE), instituciones académicas y socios industriales pueden mejorar la transformación de biorreactores orientados a la investigación en sistemas de fabricación comerciales eficientes. [58] Los colaboradores académicos aportan aspectos fundamentales, mientras que los socios industriales proporcionan elementos de automatización esenciales, garantizando el cumplimiento de las normas reglamentarias y la facilidad de uso. [59] Los consorcios establecidos en Europa, como REMEDI, AUTOBONE y STEPS, se centran en el desarrollo de sistemas automatizados para agilizar la ingeniería de injertos autólogos basados ​​en células. [60] El objetivo es cumplir con los criterios regulatorios y garantizar la rentabilidad, haciendo que los productos fabricados con tejidos sean más accesibles clínicamente y avanzando el paradigma traslacional de TE de la investigación a un campo comercial competitivo. [61]

Microfluidos

La utilización de tecnología de microfluidos facilita la generación de intrincadas estructuras a microescala y la manipulación precisa de parámetros, emulando así el entorno celular in vivo. La integración de la tecnología de microfluidos con el cultivo celular en 3D tiene un potencial considerable para aplicaciones que buscan replicar las características del tejido in vivo, ejemplificado notablemente por la evolución del sistema de órgano en un chip. [62] Las diversas estructuras celulares del cuerpo humano deben estar vascularizadas para recibir los nutrientes y el intercambio de gases con el fin de sobrevivir. De manera similar, los cultivos celulares 3D in vitro requieren ciertos niveles de circulación de fluidos, lo que puede ser problemático para cultivos 3D densos donde es posible que no todas las células tengan una exposición adecuada a los nutrientes. Esto es particularmente importante en cultivos de hepatocitos porque el hígado es un órgano altamente vascularizado. Un estudio cultivó hepatocitos y células vasculares juntos en una plataforma de gel de colágeno entre canales de microfluidos , comparó el crecimiento de células en entornos estáticos y fluidos y mostró la necesidad de modelos con tejidos y una red microvascular. [63] Otro estudio demostró que el dispositivo de cocultivo de esferoides basado en gotas colgantes puede ser útil, generando dos esferoides celulares diferentes en canales adyacentes del dispositivo de gotas colgantes de microfluidos y cocultivando esferoides con gotas fusionadas para monitorear la angiogénesis inducida por tumores. [64]

El cultivo de células microfluídicas en 3D, con sus posibles aplicaciones en la investigación biomédica y la ingeniería de tejidos, es un área de creciente interés. Sin embargo, su avance va acompañado de varios desafíos formidables. [65] Uno de esos desafíos se refiere a la dificultad para acceder a las células cultivadas dentro de los microsistemas, junto con la naturaleza compleja de la extracción de muestras para ensayos posteriores. [66] Además, el desarrollo de metodologías y dispositivos dedicados al estudio de funciones y metabolismo celular similar al in vivo, así como al descubrimiento de fármacos, representa un obstáculo importante para los dispositivos de cultivo celular 3D con microfluidos. [67] Otro impedimento digno de mención es la disponibilidad limitada de instrumentación de microfabricación en los laboratorios de biología convencionales. Además, la comercialización de dispositivos de microfluidos maduros y fáciles de usar plantea un desafío sustancial, lo que dificulta su accesibilidad para los biólogos. [68] Por último, si bien los biólogos a menudo buscan herramientas de ensayo de alto rendimiento con reproducibilidad óptima, los microfluidos encuentran limitaciones técnicas para satisfacer estas demandas, a pesar de la posible viabilidad de ensayos paralelos. [69]

Proyección de alto impacto

Recientemente se ha podido lograr un desarrollo avanzado de modelos 3D para el cribado de alto rendimiento en formatos de alta densidad gracias a los logros tecnológicos relacionados con el aumento de la densidad de las microplacas . Estos se pueden encontrar en formatos de 384 y 1536 pocillos que repelen las células, son rentables y se adaptan a plataformas de detección totalmente automatizadas. [70] Dos opciones que ofrecen formatos de 1536 pocillos están disponibles en Greiner Bio-One utilizando la bioimpresión 3D magnética m3D [71] y Corning Life Sciences, que incorpora un recubrimiento de superficie de fijación ultrabaja, junto con una geometría de microcavidad y gravedad para crear modelos 3D. [72] [73] Debido a los métodos y tecnologías rápidos y asequibles que se han desarrollado para la detección en 3D, se han habilitado enfoques de detección paralelos de alto rendimiento para probar pares isogénicos de mutantes relacionados con oncogén versus tipo salvaje. [74] Además, las técnicas de detección de alto rendimiento desempeñan un papel fundamental a la hora de conectar los ámbitos de la farmacología y la toxicología en el marco del cultivo celular en 3D.

Farmacología y toxicología.

Un objetivo principal del cultivo de células en estructuras 3D y como esferoides de células 3D in vitro es probar los efectos farmacocinéticos y farmacodinámicos de fármacos y nanomateriales en ensayos preclínicos. [15] [75] [76] [77] [78] Los estudios de toxicología han demostrado que los cultivos de células 3D están casi a la par con los estudios in vivo con el fin de probar la toxicidad de los compuestos farmacológicos. Al comparar los valores de LD50 para seis medicamentos comunes: acetaminofén , amiodarona , diclofenaco , metformina , fenformina y ácido valproico , los valores de los esferoides 3D se correlacionaron directamente con los de estudios in vivo. [79] Aunque los cultivos de células 2D se han utilizado anteriormente para probar la toxicidad junto con estudios in vivo, los esferoides 3D son mejores para probar la toxicidad de la exposición crónica debido a su vida útil más larga. [80] La matriz en los esferoides 3D hace que las células mantengan los filamentos de actina y es más relevante fisiológicamente en la organización del citoesqueleto y la polaridad celular y la forma de las células humanas. [81] La disposición tridimensional permite que los cultivos proporcionen un modelo que se asemeje con mayor precisión al tejido humano in vivo sin utilizar sujetos de prueba con animales. [82]

Los protocolos actuales para evaluar los candidatos a fármacos y evaluar la toxicidad dependen en gran medida de los resultados derivados de ensayos basados ​​en células in vitro en etapas tempranas, con la expectativa de que estos ensayos capturen fielmente aspectos críticos de la farmacología y toxicología in vivo. [83] Se han perfeccionado varios diseños in vitro para lograr un alto rendimiento a fin de mejorar la eficiencia de la detección, lo que permite que bibliotecas exhaustivas de posibles moléculas farmacológicamente relevantes o potencialmente tóxicas se sometan a un escrutinio en busca de señales celulares indicativas de daño tisular o alineadas con objetivos terapéuticos. [84] Los enfoques innovadores para los diseños de ensayos basados ​​en células multiplexadas, que implican la selección de tipos de células específicos, vías de señalización e indicadores, se han convertido en una práctica estándar. [85]

A pesar de estos avances, un porcentaje considerable de nuevas entidades químicas y biológicas (NCE/NBE) encuentran reveses en las últimas etapas de las pruebas de drogas en humanos. Algunos reciben advertencias regulatorias de "recuadro negro", mientras que otros se retiran del mercado debido a preocupaciones de seguridad posteriores a la aprobación regulatoria. [86] Este patrón recurrente subraya la insuficiencia de los ensayos basados ​​en células in vitro y los estudios preclínicos in vivo posteriores para proporcionar datos farmacológicos y de toxicidad completos o una capacidad predictiva confiable para comprender el desempeño in vivo de los fármacos candidatos. [87]

La ausencia de un conjunto de herramientas de ensayo traslacional confiable para farmacología y toxicología contribuye al alto costo y la ineficiencia de la transición de las pruebas iniciales basadas en células in vitro a las pruebas in vivo y las aprobaciones clínicas posteriores. [88] Se pone especial énfasis en su capacidad para retener interacciones celulares y moleculares esenciales, así como parámetros fisiológicos que influyen en los fenotipos celulares y las respuestas a agentes bioactivos. Se analizan las ventajas y desafíos distintivos asociados con estos modelos, con un enfoque específico en su idoneidad para ensayos basados ​​en células y sus capacidades predictivas, cruciales para establecer correlaciones precisas con los mecanismos in vivo de toxicidad de los fármacos. [89]

Al evaluar la seguridad y la eficacia, estos modelos están bien equipados para modelar una amplia gama de estados patológicos. Cada uno de estos modelos tiene ventajas y limitaciones que requieren desarrollo de modelos e interpretación de datos. Las asociaciones público-privadas son fundamentales para avanzar y estimular la investigación en esta área. [90]

Críticas

Los métodos 3D existentes no están exentos de limitaciones, incluida la escalabilidad, reproducibilidad, sensibilidad y compatibilidad con instrumentos de detección de alto rendimiento (HTS). La HTS basada en células se basa en la determinación rápida de la respuesta celular a la interacción farmacológica, como la viabilidad celular dependiente de la dosis, la interacción célula-célula/matriz celular y/o la migración celular, pero los ensayos disponibles no están optimizados para el cultivo de células en 3D. Otro desafío que enfrenta el cultivo de células en 3D es la cantidad limitada de datos y publicaciones que abordan los mecanismos y las correlaciones de la interacción farmacológica, la diferenciación celular y la señalización celular en estos entornos 3D. Ninguno de los métodos 3D ha reemplazado todavía el cultivo 2D a gran escala, ni siquiera en el proceso de desarrollo de fármacos ; Aunque el número de publicaciones sobre cultivos celulares en 3D está aumentando rápidamente, la caracterización bioquímica limitada actual del tejido en 3D disminuye la adopción de nuevos métodos.

La lesión hepática inducida por fármacos (DILI) es la causa principal de desgaste de compuestos en el ámbito farmacéutico durante el curso del desarrollo de fármacos. [91] Para evaluar de forma preventiva la toxicidad de los compuestos antes de embarcarse en pruebas con animales de laboratorio, a lo largo de los años se ha empleado una variedad de ensayos de toxicidad de cultivos celulares in vitro. [92] Si bien los modelos de cultivo celular in vitro bidimensionales (2D) se utilizan comúnmente y han contribuido significativamente a nuestra comprensión, con frecuencia presentan limitaciones para replicar fielmente las estructuras naturales de los tejidos in vivo. [93] Aunque el método de prueba más lógico involucra a humanos, las limitaciones éticas asociadas con los ensayos en humanos plantean desafíos importantes. [94] En consecuencia, existe una necesidad apremiante de mejorar los modelos predictivos y relevantes para los humanos para superar estas limitaciones. [95]

La última década ha sido testigo de esfuerzos sustanciales destinados a desarrollar modelos de cultivo celular in vitro tridimensionales (3D) para emular mejor las condiciones fisiológicas in vivo. Las ventajas intrínsecas del cultivo celular 3D radican en su capacidad para representar interacciones celulares similares a las in vivo. Cuando se validan adecuadamente, los modelos de cultivo celular en 3D pueden servir como intermediario fundamental, cerrando la brecha entre los modelos de cultivo celular en 2D convencionales y los modelos animales in vivo. Esta revisión se esfuerza por ofrecer una descripción general completa de los desafíos asociados con la sensibilidad de los biomarcadores empleados en la detección de DILI durante el desarrollo de fármacos. [96] Además, explora el potencial de los modelos de cultivo celular en 3D para abordar las brechas existentes en el paradigma actual, ofreciendo una vía prometedora para evaluaciones de toxicidad más precisas. [97]

También existen problemas al utilizar esferoides como modelo de tejido canceroso. Aunque son beneficiosos para el cultivo de tejidos en 3D, los esferoides tumorales han sido criticados por ser desafiantes o imposibles de "manipular gradientes de moléculas solubles en construcciones [de esferoides en 3D] y caracterizar células en estos gradientes complejos", a diferencia del cultivo de células en 3D en papel para bioensayos basados ​​en tejidos explorados por Ratmir et al. [56] Otros desafíos asociados con técnicas complejas de cultivo celular en 3D incluyen: imágenes debido a los grandes tamaños de los andamios y la incompatibilidad con muchos microscopios de fluorescencia, citometría de flujo porque requiere la disociación de esferoides en una suspensión unicelular y la automatización del manejo de líquidos. [98]

Los modelos 2D no pueden estudiar las interacciones célula-célula y célula-matriz. Como resultado de la escasez de modelos preclínicos relevantes para los cultivos 2D, [99] [100] [101] el cultivo 3D proporciona un microambiente fisiopatológico y tiene el potencial de desempeñar un papel en el descubrimiento de fármacos contra el cáncer. [102] [103] [104] [105] [106]

La ingeniería de tejidos requiere andamios celulares 3D. Como biomateriales, los científicos han utilizado varios hidrogeles de polímeros naturales y sintéticos para diseñar andamios 3D. Dado que esta barrera es una estructura que imita el microambiente natural de la ECM, los andamios sintéticos pueden ser más útiles para estudiar pasos tumorigénicos específicos. [35] Finalmente, se sugiere que los modelos tridimensionales más adecuados se seleccionen cuidadosamente de acuerdo con objetivos específicos. [106]

Ver también

Referencias

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