La cinamoil-CoA reductasa ( EC 1.2.1.44), denominada sistemáticamente cinamaldehído:NADP+ oxidorreductasa (CoA-cinamoilante) pero conocida comúnmente por el acrónimo CCR, es una enzima que cataliza la reducción de un cinamoil-CoA sustituido a su cinamaldehído correspondiente , utilizando NADPH y H + y liberando CoA y NADP + libres en el proceso. [1] Los sustratos de cinamoil-CoA biológicamente relevantes comunes para la CCR incluyen p -cumaraldehído y feruloil-CoA, que se convierten en p -cumaraldehído y coniferaldehído , respectivamente, [2] aunque la mayoría de las CCR también muestran actividad hacia una variedad de otros cinamoil-CoA sustituidos. [1] Al catalizarse el primer paso comprometido en la biosíntesis de monolignol , [3] esta enzima juega un papel crítico en la formación de lignina, un proceso importante en las plantas tanto para el desarrollo estructural como para la respuesta de defensa. [2]
El primer CCR confirmado se aisló de la soja ( Glycine max ) en 1976. [4] Sin embargo, hasta ahora se han informado estructuras cristalinas para solo tres homólogos de CCR : Petunia x hybrida CCR1, Medicago truncatula CCR2, [1] y Sorghum bicolor CCR1. [5] Si bien la enzima cristaliza como un dímero asimétrico, se cree que existe como un monómero en el citoplasma, [2] [5] y cada proteína individual tiene una estructura bilobal que consiste en dos dominios que rodean una hendidura interna grande y vacía para la unión del sustrato. [1] Los CCR típicos tienen un peso molecular de alrededor de 36-38 kDa. [1] [4]
El dominio que contiene el extremo N de la enzima consta de varias hélices alfa y seis cadenas beta que, además de una séptima cadena conectada al lado C-terminal de la enzima, forman una estructura de lámina beta paralela conocida como pliegue de Rossmann . En CCR, esta estructura de pliegue, un motivo común entre las proteínas, sirve como dominio de unión para NADPH. [1] El segundo dominio, que consta de varias hélices alfa, cadenas beta y bucles extendidos , es responsable de la unión del sustrato cinamoil-CoA. Estos dos dominios están situados de tal manera que los sitios de unión para NADPH y cinamoil-CoA están ubicados cerca uno del otro en la interfaz de los lóbulos. [1] [5]
Aunque los intentos de cocristalizar la enzima con un cinamoil-CoA unido no han tenido éxito hasta ahora, los estudios de acoplamiento molecular indican que el segmento CoA de estas moléculas se pliega para unirse a lo largo de la parte exterior de la hendidura entre dominios, [1] mientras que la porción que contiene fenilo de estos sustratos probablemente se une en la parte más profunda de la hendidura. Esta parte interior del bolsillo contiene varios aminoácidos con cadenas laterales no polares necesarias para la estabilización del anillo de fenilo hidrofóbico [1] [5] además de un residuo de tirosina importante para la formación de enlaces de hidrógeno con el grupo hidroxilo 4 del anillo . Se cree que las identidades particulares de los residuos no polares desempeñan un papel crítico en la determinación de la especificidad del sustrato. [1]
El mecanismo de reducción del tioéster de CoA al aldehído implica una transferencia de hidruro al carbono carbonílico desde el NADPH, formando un intermediario tetraédrico con una carga negativa formal en el átomo de oxígeno. Se cree que esta carga negativa se estabiliza parcialmente a través de enlaces de hidrógeno con los átomos de hidrógeno de las cadenas laterales de tirosina y serina cercanas . [1] [5] Los residuos de serina y tirosina se conservan en todos los CCR como parte de una tríada catalítica junto con la lisina , que se cree que controla el pKa de la tirosina a través de interacciones electrostáticas con el grupo ribosa del NADPH. [1]
El intermediario tetraédrico luego colapsa, expulsando el CoA y formando un aldehído como producto final. [1] El tiolato del CoA se protona ya sea cuando sale de un residuo cercano o después de que se libera del bolsillo de unión y sale completamente de la enzima; el mecanismo exacto actualmente no está claro, pero la evidencia sugiere que un residuo de cisteína puede desempeñar el papel de donador de protones del tiolato. [1]
El análisis filogenómico indica que las enzimas con verdadera actividad CCR evolucionaron primero en el ancestro o ancestros de las plantas terrestres . Se cree que la mayoría, si no todas, las plantas terrestres modernas y todas las plantas vasculares tienen al menos un CCR funcional, un requisito absoluto para cualquier especie de planta con tejidos lignificados. [6] La mayoría de los homólogos de CCR se expresan en gran medida durante el desarrollo, especialmente en células madre , raíces y xilema que requieren el soporte estructural mejorado proporcionado por la lignina. [2] [7] Sin embargo, ciertos CCR no se expresan de forma constitutiva durante el desarrollo y solo se regulan al alza durante la lignificación mejorada en respuesta a factores estresantes como el ataque de patógenos . [3]
El CCR es especialmente importante porque actúa como un punto de control final para la regulación del flujo metabólico hacia los monolignoles y, por lo tanto, también hacia la lignina; [7] antes de este paso de reducción, los cinamoil-CoA aún pueden ingresar en otras vías metabólicas especializadas expansivas. Por ejemplo, el feruloil-CoA es un precursor de la cumarina escopoletina , [8] un compuesto que se cree que desempeña un papel importante en la respuesta a los patógenos de las plantas. [9] El CCR también desempeña un papel en la determinación de la composición de la lignina al regular los niveles de los diferentes monómeros de acuerdo con su actividad específica hacia determinados cinamoil-CoA. Las monocotiledóneas y las dicotiledóneas , por ejemplo, tienden a tener patrones de lignina muy diferentes: la lignina que se encuentra en las monocotiledóneas normalmente tiene un mayor porcentaje de subunidades derivadas del alcohol p -cumarílico , mientras que la lignina que se encuentra en las dicotiledóneas suele estar compuesta casi en su totalidad por subunidades de alcohol coniferílico y alcohol sinapílico . [7] Como se puede ver en el diagrama que se muestra a la derecha, estos monolignoles se derivan directamente de sus aldehídos correspondientes, excepto en el caso del alcohol sinapílico: si bien se ha demostrado que varios homólogos de CCR actúan sobre sinapoyl-CoA in vitro , no está claro si esta actividad es biológicamente relevante y la mayoría de los modelos actuales de la vía de la lignina no incluyen esta reacción como un paso válido. [2] [10]
Estudios recientes indican que muchas especies de plantas tienen dos homólogos distintos de CCR con actividad diferencial in planta . En algunas plantas los dos homólogos varían principalmente por la especificidad del sustrato. Por ejemplo, CCR1 de la leguminosa modelo Medicago truncatula muestra una fuerte preferencia hacia feruloil-CoA (típico de la mayoría de los CCR), mientras que el CCR2 de la planta exhibe una clara preferencia tanto por p -cumaroil- como por cafeoil-CoA. Se cree que este segundo CCR, que se activa alostéricamente por sus sustratos preferidos pero se inhibe por feruloil-CoA, actúa como parte de una vía de derivación hacia coniferaldehído que mejora la flexibilidad y robustez generales de la vía en diferentes condiciones. [11] Sin embargo, en otros casos, los dos homólogos varían principalmente por el patrón de expresión. En la planta modelo Arabidopsis thaliana , por ejemplo, los homólogos CCR1 y CCR2 muestran una mayor actividad hacia feruloil-CoA que otros sustratos, pero CCR2 solo se expresa transitoriamente durante la infección bacteriana . [3] El par de homólogos en el pasto varilla ( Panicum virgatum ) difiere en ambos sentidos: CCR2 prefiere p -cumaroil- y cafeoil-CoA y solo se expresa en condiciones inducidas específicamente, mientras que CCR1 prefiere feruloil-CoA y se expresa constitutivamente en tejido lignificante. [12]
Se cree que la regulación de la expresión de CCR ocurre principalmente a nivel transcripcional . [11] En Arabidopsis thaliana , se han identificado varios de los factores de transcripción necesarios para la expresión de CCR, incluidos MYB58 y MYB63, ambos implicados generalmente en la formación de la pared celular secundaria. Se ha demostrado que la sobreexpresión de estos dos factores de transcripción da como resultado un aumento de 2 a 3 veces en las transcripciones de ARNm de CCR , aunque curiosamente, la regulación positiva de los genes más arriba en la vía del monolignol es incluso mayor. [13] Sin embargo, la regulación no transcripcional de CCR también puede ser importante. En el arroz ( Oryza sativa ), por ejemplo, la evidencia sugiere que el homólogo CCR1 es un efector de Rac1, una pequeña GTPasa importante para la respuesta de defensa de la planta. En este caso, se propone que la proteína Rac1 active CCR al unirse, lo que conduce a una biosíntesis mejorada de monolignol. Debido a que Rac1 también activa la NADPH oxidasa , que produce peróxidos críticos para la polimerización del monolignol , también se mejora la biosíntesis general de lignina. [14]
Los esfuerzos para diseñar la formación de la pared celular de las plantas para una mejor producción de biocombustibles comúnmente apuntan a la biosíntesis de lignina para reducir el contenido de lignina y, por lo tanto, mejorar los rendimientos de etanol a partir de celulosa , un polisacárido complejo importante para la estructura de la pared celular. [15] La lignina es problemática para la producción de biocombustibles porque es el principal contribuyente a la recalcitrancia de la biomasa vegetal debido a su dureza y heterogeneidad . Al reducir el contenido de lignina, la celulosa es más fácilmente accesible a los reactivos químicos y biológicos utilizados para descomponerla. [16] La reducción del nivel de expresión de CCR en particular ha surgido como una estrategia común para lograr este objetivo, y esta estrategia ha resultado en una reducción exitosa del contenido de lignina y una mayor producción de etanol de varias especies de plantas, incluido el tabaco ( Nicotiana tabacum ) [3] y el álamo ( Populus tremula x Populus alba ). [16] Los desafíos con esta estrategia incluyen la amplia variación en los niveles de expresión asociados con las tecnologías actuales de transformación genética de plantas además de la disminución dramática en el crecimiento general y la biomasa que típicamente acompaña a la baja producción de lignina. [16] Sin embargo, se ha demostrado que al dirigir la regulación negativa de CCR a tipos de tejidos específicos [17] o acoplarla a la regulación negativa de la deshidrogenasa del alcohol cinamílico (CAD), [18] al menos este último desafío se puede mitigar un poco.
