Respirometría

Estimación de tasas metabólicas midiendo la producción de calor.

Respirometría es un término general que abarca una serie de técnicas para obtener estimaciones de las tasas de metabolismo de vertebrados , invertebrados , plantas , tejidos, células o microorganismos mediante una medida indirecta de la producción de calor ( calorimetría ).

Tasas metabólicas de todo el animal

El metabolismo de un animal se estima determinando las tasas de producción de dióxido de carbono (VCO ₂ ) y consumo de oxígeno (VO ₂ ) de animales individuales, ya sea en un sistema de respirometría de circuito cerrado o abierto. Normalmente se obtienen dos medidas: tasa metabólica estándar (SMR) o basal (BMR) y tasa máxima ( VO2max ). La SMR se mide mientras el animal está en reposo (pero no dormido) en condiciones específicas de laboratorio (temperatura, hidratación) y del sujeto (p. ej., tamaño o alometría ^[1] ), edad, estado reproductivo y postabsorción para evitar el efecto térmico. de comida ). ^[2] El VO ₂ máximo generalmente se determina durante el ejercicio aeróbico en o cerca de los límites fisiológicos. ^[3] Por el contrario, la tasa metabólica de campo (FMR) se refiere a la tasa metabólica de un animal activo y sin restricciones en la naturaleza. ^[4] Las tasas metabólicas de todo el animal se refieren a estas medidas sin corrección por masa corporal. Si los valores de SMR o BMR se dividen por el valor de masa corporal del animal, entonces la tasa se denomina específica de masa. Es este valor específico de masa el que normalmente se escucha en las comparaciones entre especies. ^[5]

Respirometría cerrada

La respirometría depende del principio de "lo que entra debe salir". ^[6] Consideremos primero un sistema cerrado. Imaginemos que colocamos un ratón en un recipiente hermético. El aire sellado en el recipiente contiene inicialmente la misma composición y proporciones de gases que estaban presentes en la habitación: 20,95% O 2 , 0,04% CO 2 , vapor de agua (la cantidad exacta depende de la temperatura del aire, ver punto de rocío ), 78% (aproximadamente) N 2 , 0,93 % de argón y una variedad de gases traza que componen el resto (ver Atmósfera terrestre ). A medida que pasa el tiempo, el ratón en la cámara produce CO ₂ y vapor de agua, pero extrae O ₂ del aire en proporción a sus demandas metabólicas. Por lo tanto, siempre que conozcamos el volumen del sistema, la diferencia entre las concentraciones de O ₂ y CO ₂ al inicio cuando sellamos el ratón en la cámara (las condiciones iniciales o de referencia) en comparación con las cantidades presentes después del ratón. ha respirado el aire en un momento posterior deben ser las cantidades de CO ₂ /O ₂ producidas/consumidas por el ratón . El nitrógeno y el argón son gases inertes y, por tanto, sus cantidades fraccionarias no se modifican con la respiración del ratón. En un sistema cerrado, el ambiente eventualmente se volverá hipóxico .

Respirometría abierta

Para un sistema abierto, las limitaciones de diseño incluyen las características de lavado de la cámara de animales y la sensibilidad de los analizadores de gases. ^{[7] [8]} Sin embargo, el principio básico sigue siendo el mismo: lo que entra debe salir. La distinción principal entre un sistema abierto y cerrado es que el sistema abierto hace fluir aire a través de la cámara (es decir, el aire es empujado o jalado por una bomba) a una velocidad que repone constantemente el O ₂ agotado por el animal mientras elimina el CO ₂ y el agua. vapor producido por el animal. El caudal volumétrico debe ser lo suficientemente alto para garantizar que el animal nunca consuma todo el oxígeno presente en la cámara mientras que, al mismo tiempo, el caudal debe ser lo suficientemente bajo para que el animal consuma suficiente O2 _para la detección. Para un ratón de 20 g , caudales de aproximadamente 200 ml/min a través de recipientes de 500 ml proporcionarían un buen equilibrio. Con este caudal, se llevan aproximadamente 40 ml de O ₂ a la cámara y todo el volumen de aire de la cámara se intercambia en 5 minutos. Para otros animales más pequeños, los volúmenes de las cámaras pueden ser mucho más pequeños y los caudales también se ajustarían hacia abajo. Tenga en cuenta que para animales de sangre caliente o endotérmicos ( aves y mamíferos ), los tamaños de cámara o los caudales se seleccionarían para adaptarse a sus tasas metabólicas más altas.

Cálculos

Calcular las tasas de VO ₂ y/o VCO ₂ requiere conocimiento de las tasas de flujo que entran y salen de la cámara, además de las concentraciones fraccionarias de las mezclas de gases que entran y salen de la cámara del animal. En general, las tasas metabólicas se calculan a partir de condiciones de estado estacionario (es decir, se supone que la tasa metabólica del animal es constante ^{[9] [10]} ). Para conocer las tasas de oxígeno consumido, es necesario conocer la ubicación del medidor de flujo en relación con la cámara del animal (si se coloca antes de la cámara, el medidor de flujo está "aguas arriba", si se coloca después de la cámara, el medidor de flujo está "aguas abajo"). "), y si hay o no gases reactivos presentes (p. ej., CO ₂ , agua , metano , ver gas inerte ).

Para un sistema abierto con medidor de flujo aguas arriba, agua (por ejemplo, sulfato de calcio anhidro ) y CO ₂ eliminados antes del analizador de oxígeno , una ecuación adecuada es

${\displaystyle {\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{ex}O2}}}}}$

Para un sistema abierto con medidor de flujo aguas abajo, agua y CO ₂ eliminados antes del analizador de oxígeno , una ecuación adecuada es

${\displaystyle {\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{in}O2}}}}}$

dónde

• FR es el caudal volumétrico ajustado a STP (ver Condiciones estándar de temperatura y presión )
• F _en O ₂ es la cantidad fraccionaria de oxígeno presente en la corriente de aire actual (la línea de base o referencia), y
• F _ex O ₂ es la cantidad fraccionaria de oxígeno presente en la corriente de aire ex actual (lo que el animal ha consumido en relación con el valor inicial por unidad de tiempo).

Por ejemplo, los valores de TMB de un ratón de 20 g ( Mus musculus ) podrían ser FR = 200 ml/min, y las lecturas de la concentración fraccional de O ₂ de un analizador de oxígeno son F _en O ₂ = 0,2095, F _ex O ₂ = 0,2072 . La tasa calculada de consumo de oxígeno es 0,58 ml/min o 35 ml/hora. Suponiendo una entalpía de combustión para el O ₂ de 20,1  julios por mililitro, calcularíamos entonces la producción de calor (y por tanto el metabolismo) del ratón en 703,5 J/h.

Equipo de respirometría

Para un sistema de flujo abierto, la lista de equipos y piezas es larga en comparación con los componentes de un sistema cerrado, pero la principal ventaja del sistema abierto es que permite el registro continuo de la tasa metabólica. El riesgo de hipoxia también es mucho menor en un sistema abierto.

Bombas para flujo de aire.

• Bomba de vacío : se necesita una bomba para empujar (es decir, ubicación aguas arriba) o tirar (es decir, ubicación aguas abajo) aire hacia y a través de la cámara del animal y el sistema de flujo de respirometría.
• Bomba de submuestra: Para hacer pasar aire a través de los analizadores, se utiliza una bomba pequeña, estable y confiable.

Medidores de flujo y controladores de flujo

• Medidores de flujo de burbujas: una forma simple pero muy precisa de medir los caudales implica cronometrar el movimiento de las burbujas de la película de jabón en los tubos de vidrio entre marcas de volumen conocido. ^[11] El tubo de vidrio está conectado abajo (en sistemas push) o arriba (en sistemas pull) a la corriente de aire. Una pequeña pera de goma colocada en la base del tubo actúa como depósito y sistema de entrega de las pompas de jabón. El funcionamiento es sencillo. Primero, humedezca la superficie del vidrio a lo largo del recorrido de las burbujas (por ejemplo, presione la pera para que el flujo de aire empuje grandes cantidades de jabón hacia arriba del vidrio) para proporcionar una superficie prácticamente libre de fricción. En segundo lugar, pellizque el bulbo para que se produzca una burbuja limpia. Con un cronómetro en mano, registra el tiempo necesario para que la burbuja viaje entre las marcas del cristal. Tenga en cuenta el volumen registrado en la marca superior (p. ej., 125 = 125 ml), divida el volumen por el tiempo necesario para viajar entre las marcas y el resultado será el caudal (ml/s). Estos instrumentos se pueden adquirir de diversas fuentes, pero también se pueden construir con pipetas volumétricas de vidrio del tamaño adecuado .
• Medidores de flujo acrílico: en algunas circunstancias de caudales elevados, podemos utilizar medidores de flujo acrílico simples (0–2,5 litros/min) para controlar los caudales a través de las cámaras metabólicas. Los medidores se encuentran aguas arriba de las cámaras metabólicas. Los medidores de flujo son fáciles de usar pero deben calibrarse dos veces al día para su uso en el sistema de respirometría: una vez antes de que comience el registro (¡¡pero después de que el animal haya sido sellado dentro de la cámara!!) y nuevamente al final del registro (antes de que el animal haya sido sellado dentro de la cámara). se retira de la cámara). La calibración se debe realizar con un medidor de flujo de burbuja porque las marcas de calibración en los medidores acrílicos son sólo aproximadas. Para una calibración adecuada de los caudales, recuerde que se deben registrar tanto la presión barométrica como la temperatura del aire que fluye a través del medidor de flujo (que suponemos que es igual a la temperatura ambiente).
• Medidores de flujo másico : Las ecuaciones necesarias para calcular las tasas de consumo de oxígeno o producción de dióxido de carbono suponen que los caudales que entran y salen de las cámaras se conocen exactamente. Utilizamos medidores de flujo másico que tienen la ventaja de producir caudales independientes de la temperatura y la presión del aire. Por lo tanto, se puede considerar que estos caudales están corregidos a condiciones estándar (Presión de temperatura estándar). Solo medimos y controlamos el flujo en un lugar: aguas abajo de la cámara. Por lo tanto, debemos suponer que las tasas de entrada y salida son idénticas. Sin embargo, durante la construcción del sistema de respirometría, se debe medir el caudal en todos los pasos, en todas las conexiones, para verificar la integridad del flujo.
• Válvulas de aguja : Los medidores de flujo másico se pueden comprar con controladores de flujo másico que permiten configurar los caudales. Sin embargo, estos son caros. La investigación en respirometría a menudo intentará medir más de un animal a la vez, lo que requeriría una cámara por animal y, por lo tanto, un flujo controlado a través de cada cámara. Un método alternativo y más rentable para controlar el flujo sería mediante válvulas de aguja de acero inoxidable o acero al carbono. Las válvulas de aguja más los medidores de flujo másico proporcionan un medio rentable para lograr los caudales deseados. Las válvulas cuestan alrededor de 20 dólares.

Tuberías y cámaras

• Tuberías y conexiones: Se pueden utilizar varios tipos de tuberías para conectar los componentes del sistema de respirometría hacia y desde la cámara del animal. Se pueden utilizar diversos tipos de tubos flexibles, según las características del sistema. Se pueden utilizar tubos y conectores de acetilo, Bev-A-Line, Kynar, nailon y Tygon en regiones del sistema donde las atmósferas oxidantes son bajas (p. ej., niveles de fondo de ozono únicamente); Se recomendarían tubos de teflón si se espera que haya cantidades apreciables de ozono porque son inertes al ozono. Los tubos de teflón son más costosos y carecen de flexibilidad.
• Cámaras metabólicas: Las cámaras pueden ser frascos de vidrio con tapones de goma como tapa; barriles de jeringas para pequeños animales e insectos; o construido con plexiglás . Idealmente, las cámaras deberían construirse con materiales inertes; por ejemplo, los plásticos acrílicos pueden absorber O ₂ y pueden ser una mala elección para la respirometría con insectos muy pequeños. ^[12] Las cámaras deben construirse de manera que permitan una rápida mezcla de gases dentro de la cámara. La cámara metabólica más simple para un vertebrado pequeño podría ser un frasco de vidrio con tapón. Los tapones están equipados con dos puertos: se proporcionan extensiones cortas de tubo de teflón para las conexiones de línea. Las extensiones de tubo de teflón se empujan a través del mamparo y la conexión de la línea se finaliza fijando una pequeña abrazadera de manguera a la base de la extensión del tubo de teflón. Además, se debe proporcionar una extensión al puerto de entrada dentro del frasco; esto garantiza que los gases espiratorios del animal no sean eliminados por la corriente de flujo entrante. El animal está sellado por dentro y el tapón de goma se sujeta con correas de velcro . Si se utiliza un sistema aguas arriba, cualquier fuga en la cámara metabólica provocará una pérdida de aire del animal y, por lo tanto, una subestimación de la tasa metabólica del animal. Cuando se cierra un animal dentro de una cámara metabólica, se debe prestar atención al sello. Para asegurar sellos herméticos antes de cerrar la tapa, inserte firmemente el tapón en el frasco y asegúrese de que esté uniforme. Utilice 1 o 2 correas (2 son mejores) y tire con fuerza. Se construirán cámaras de acrílico (plexiglás) para algunos usos, pero se necesitará ingeniería precisa para garantizar un asiento adecuado; las juntas ayudarán y el uso sensato de abrazaderas ajustadas minimizará las fugas.
• Tubos de lavado: Se debe retirar el agua antes y después de la cámara de animales. Una disposición usaría una gran columna acrílica de Drierite ( malla 8 (escala) , es decir, relativamente gruesa) aguas arriba (antes de la bomba de empuje, antes de la cámara de animales) para secar la corriente de aire entrante y varios tubos con malla más pequeña (10-20, es decir , relativamente fino) Drierita para eliminar el agua después de la cámara del animal. Para preparar un tubo de fregado, asegúrese de que haya una pequeña cantidad de algodón en cada extremo del tubo para evitar que las partículas de polvo viajen a los analizadores. Utilice pequeñas cantidades de algodón, digamos alrededor de 0,005 g, lo suficiente para mantener el polvo fuera del tubo. Grandes cantidades de algodón bloquearán el flujo de aire cuando se humedezca. Vierta la Drierita en el tubo con un embudo, golpee el tubo en el banco para compactar los granos firmemente (para aumentar el área de superficie; el aire y el agua corren a través de la Drierita suelta, lo que requiere cambios frecuentes de depuradores) y tape con una pequeña cantidad de algodón. Para eliminar el dióxido de carbono] antes y después de la cámara del animal, se utiliza Ascarite II (Ascarite II es una marca registrada de Arthur H. Thomas Co.). Ascarite II contiene NaOH, que es cáustico (así que no lo ponga en contacto con la piel y manténgalo alejado del agua). Se prepara un tubo de fregado colocando una pequeña cantidad de algodón en el extremo del tubo, llenando un tercio del camino con Drierite de malla 10 a 20, agregando una pequeña cantidad de algodón y luego un tercio adicional del tubo con Ascarite II. otra capa de algodón, seguida de más Drierite y tapando el tubo con otra pequeña cantidad de algodón. Golpee el tubo en el banco a medida que se agrega cada capa para empaquetar los granos. Nota: La Driereita se puede usar una y otra vez (después de calentarla en un horno), aunque indica que la Driereita perderá color con el secado repetido; Ascarite II se utiliza una vez y se considerará un residuo peligroso .

Analizadores

• Analizador de dióxido de carbono : los analizadores de CO ₂ suelen utilizar métodos de detección basados ​​en infrarrojos para aprovechar el hecho de que el CO ₂ absorberá la luz infrarroja y reemitirá luz en longitudes de onda ligeramente más largas. El medidor del panel del analizador muestra todo el rango de 0,01 – 10 % de CO ₂ y también se genera una salida de voltaje proporcional a la concentración de CO _{2 para el registro de datos.}
• Analizador de oxígeno : Los analizadores de oxígeno adecuados para respirometría utilizan una variedad de sensores de oxígeno , incluidos sensores galvánicos ("temperatura ambiente"), paramagnéticos , polarográficos ( electrodos tipo Clark ) y de circonio ("alta temperatura"). Los analizadores galvánicos de O ₂ utilizan una pila de combustible que contiene un electrolito ácido , un ánodo de metal pesado y una fina membrana permeable a los gases. Dado que la presión parcial de O ₂ cerca del ánodo es cero, el O ₂ es impulsado por difusión hacia el ánodo a través de la membrana a una velocidad proporcional a la presión parcial de O ₂ ambiental. La pila de combustible produce un voltaje linealmente proporcional a la presión parcial de O ₂ en la membrana. Siempre que la temperatura del gabinete sea estable y siempre que el flujo de aire a través de la celda de combustible sea estable y esté dentro del rango, la respuesta será del 0,01% o mejor dependiendo de la electrónica de soporte, el software y otras consideraciones.

Finalmente, un sistema informático de control y adquisición de datos sería una adición típica para completar el sistema. En lugar de un registrador gráfico , se realizan registros continuos del consumo de oxígeno o de la producción de dióxido de carbono con la ayuda de un convertidor analógico a digital acoplado a una computadora. El software captura, filtra, convierte y muestra la señal según sea apropiado para las necesidades del experimentador. Una variedad de empresas e individuos prestan servicios a la comunidad de respirometría (p. ej., Sable Systems , Qubit Systems, consulte también Warthog Systems).

Tasas metabólicas mitocondriales

Dentro del cuerpo el oxígeno llega a las células y dentro de las células a las mitocondrias , donde se consume en el proceso generando la mayor parte de la energía requerida por el organismo. La respirometría mitocondrial mide el consumo de oxígeno por parte de las mitocondrias sin involucrar a un animal vivo completo y es la principal herramienta para estudiar la función mitocondrial. ^[13] Tres tipos diferentes de muestras pueden ser sometidos a tales estudios respirométricos: mitocondrias aisladas (de cultivos celulares, animales o plantas); células permeabilizadas (de cultivos celulares); y fibras o tejidos permeabilizados (de animales). En los dos últimos casos, la membrana celular se vuelve permeable mediante la adición de sustancias químicas que dejan selectivamente intacta la membrana mitocondrial. Por lo tanto, las sustancias químicas que normalmente no podrían atravesar la membrana celular pueden influir directamente en las mitocondrias. Mediante la permeabilización de la membrana celular, la célula deja de existir como un organismo vivo y definido, dejando sólo las mitocondrias como estructuras aún funcionales. A diferencia de la respirometría de animales completos, la respirometría mitocondrial se realiza en solución, es decir, la muestra está suspendida en un medio. Hoy en día, la respirometría mitocondrial se realiza principalmente con un abordaje de cámara cerrada.

Sistema de cámara cerrada

La muestra suspendida en un medio adecuado se coloca en una cámara metabólica herméticamente cerrada. Las mitocondrias entran en "estados" definidos mediante la adición secuencial de sustratos o inhibidores. Dado que las mitocondrias consumen oxígeno, la concentración de oxígeno disminuye. Este cambio de concentración de oxígeno es registrado por un sensor de oxígeno en la cámara. A partir de la tasa de disminución de oxígeno (teniendo en cuenta la corrección por difusión de oxígeno) se puede calcular la frecuencia respiratoria de las mitocondrias. ^[13]

Aplicaciones

Investigación básica

El funcionamiento de las mitocondrias se estudia en el campo de la bioenergética . ^[14] Las diferencias funcionales entre mitocondrias de diferentes especies se estudian mediante respirometría como un aspecto de la fisiología comparada . ^{[15] [16]}

Investigación aplicada

La respirometría mitocondrial se utiliza para estudiar la funcionalidad mitocondrial en enfermedades mitocondriales o enfermedades con un (sospecha) fuerte vínculo con las mitocondrias, por ejemplo, diabetes mellitus tipo 2 , ^{[17] [18],} obesidad ^[19] y cáncer . ^[20] Otros campos de aplicación son, por ejemplo, las ciencias del deporte y la relación entre la función mitocondrial y el envejecimiento . ^[21]

Equipo

El equipo habitual incluye una cámara metabólica sellable, un sensor de oxígeno y dispositivos para el registro de datos, agitación, termostatización y una forma de introducir productos químicos en la cámara. Como se describió anteriormente para la respirometría de animales completos, la elección de los materiales es muy importante. ^[13] Los materiales plásticos no son adecuados para la cámara debido a su capacidad de almacenamiento de oxígeno. Cuando los materiales plásticos son inevitables (por ejemplo, para juntas tóricas, revestimientos de agitadores o tapones), se pueden usar polímeros con una permeabilidad al oxígeno muy baja (como PVDF en lugar de, por ejemplo, PTFE ). La difusión de oxígeno restante dentro o fuera de los materiales de la cámara se puede controlar corrigiendo los flujos de oxígeno medidos para el flujo de fondo de oxígeno instrumental. Todo el instrumento que comprende los componentes mencionados a menudo se denomina oxígrafo. Las empresas que proporcionan equipos para la rpirometría de animales completos mencionadas anteriormente no suelen estar involucradas en la respirometría mitocondrial. La comunidad cuenta con servicios a niveles muy diferentes de precios y sofisticación por parte de empresas como Oroboros Instruments, Hansatech, Respirometer Systems & Applications, YSI Life Sciences o Strathkelvin Instruments.

Ver también

• Tasa metabólica basal
• Calorimetría
• Metabolismo
• respirómetro
• VO2máx

Referencias

1. Blanco, CR y RS Seymour. 2005. Escalado alométrico del metabolismo de los mamíferos. Revista de biología experimental 208(9):1611–1619.
2. Blaxter, K. 1989. Metabolismo energético en animales y hombre . Prensa de la Universidad de Cambridge. ISBN  0-521-36931-2
3. Weibel, ER y H. Hoppeler. 2005. Escalas de tasa metabólica máxima inducida por el ejercicio con capacidad aeróbica muscular. Revista de biología experimental 208(9):1635–1644.
4. Nagy, KA 2005. Tasa metabólica de campo y tamaño corporal. Revista de biología experimental 208(9):1621–1625.
5. Makarieva, AM, Gorshkov, VG, Li, BL, Chown, SL, Reich, PB y Gavrilov, VM (2008). Las tasas metabólicas medias específicas de masa son sorprendentemente similares en los principales dominios de la vida: evidencia del óptimo metabólico de la vida. Actas de la Academia Nacional de Ciencias 105(44):16994-16999.
6. Frappell, PB, HA Blevin y RV Baudinette. 1989. Comprensión de las cámaras de respirometría: lo que entra debe salir. Revista de biología teórica 138(4):479–494. PMID  2593683
7. Withers, PC 2001. Diseño, calibración y cálculo de sistemas de respirometría de flujo continuo. Revista Australiana de Zoología 49:445–461.
8. Lighton, JRB 2008. Medición de las tasas metabólicas: un manual para científicos. Prensa de la Universidad de Oxford. ISBN 0-19-531061-6 . 
9. Bartolomé, GA, D. Vleck y CM Vleck. 1981. Mediciones instantáneas del consumo de oxígeno durante el calentamiento previo al vuelo y el enfriamiento posterior al vuelo en polillas esfingidas y saturnidas. Revista de biología experimental 90(1):17–32.
10. Pendar, H. y Socha, JJ (2015). Estimación del intercambio instantáneo de gases en sistemas de respirometría de flujo continuo: una revisión moderna del método de transformada Z de Bartolomé. MÁS UNO 10(10): e0139508.
11. Levy, A. 1964. La precisión del método del medidor de burbujas para mediciones de flujo de gas. Revista de instrumentos científicos 41(7):449–453.
12. Stevens, ED 1992. Uso de materiales plásticos en sistemas de medición de oxígeno. Revista de fisiología aplicada 72:801–804
13. Gnaiger, E. 2008. Sensores polarográficos de oxígeno, oxímetro y respirometría de alta resolución para evaluar la función mitocondrial. En: Disfunción mitocondrial en la toxicidad inducida por fármacos (Dykens JA y Will Y., eds) John Wiley: 327–352. ISBN 978-0-470-11131-4 
14. Gnaiger E, ed (2007) "Vías mitocondriales y control respiratorio". Publicaciones OROBOROS MiPNet, Innsbruck, 1.ª edición electrónica, ISBN 978-3-9502399-0-4 
15. Hildebrandt, TM y Grieshaber, MK, 2008 Tres actividades enzimáticas catalizan la oxidación de sulfuro a tiosulfato en mitocondrias de mamíferos e invertebrados. FEBS J. (275): 3352–3361.
16. Nann A. Fangue NA, Richards JG y Schulte1 PM 2009. "¿Las propiedades mitocondriales explican la variación intraespecífica en la tolerancia térmica?". Revista de biología experimental 212:514–522.
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19. Hoeks J., Briedé JJ, de Vogel J., Schaart G., Nabben M., Moonen-Kornips E., Hesselink MK, Schrauwen P., 2008. Función mitocondrial, contenido y producción de ROS en el músculo esquelético de rata: efecto de alimentación rica en grasas. FEBS Lett. 582: 510–516.
20. Aumento de la biogénesis mitocondrial, estrés oxidativo y glucólisis en linfomas murinos Enrique Sampera, E., Morgadob, L., Estradab, JC, Bernadb, A., Hubbarda, A., Susana Cadenas, S. y Melova S., 2009 Aumento de la biogénesis mitocondrial, el estrés oxidativo y la glucólisis en linfomas murinos. Biología y medicina de los radicales libres 46(3): 387–396.
21. Hutter E., Unterluggauer H., Garedew A., Jansen-Durr P. y Gnaiger E. 2006 Respirometría de alta resolución: una herramienta moderna en la investigación del envejecimiento. Exp. Gerontol. 41:103–109.

enlaces externos

• Tecnología ecoambiental
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