Potyvirus es un género de virus de ARN de cadena positiva (llamado así por su especie tipo, Potato virus Y (PVY) ) de la familia Potyviridae . Las plantas sirven como huéspedes naturales. Al igual que los begomovirus , los miembros de este género pueden causar pérdidas importantes en cultivos agrícolas, pastoriles, hortícolas y ornamentales . Más de 200 especies de pulgones transmiten potyvirus y la mayoría pertenecen a la subfamilia Aphidinae (géneros Macrosiphum y Myzus ). [ cita requerida ] El género contiene 190 especies y los potyvirus representan alrededor del treinta por ciento de todos los virus de plantas actualmente conocidos . [1] [2]
El virión no está envuelto por una nucleocápside flexible y filamentosa , de 680 a 900 nanómetros (nm) de largo y de 11 a 20 nm de diámetro. [1] La nucleocápside contiene alrededor de 2000 copias de la proteína de la cápside. La simetría de la nucleocápside es helicoidal con un paso de 3,4-3,5 nm. [1]
El genoma es un ARN monocatenario , lineal, de sentido positivo , cuyo tamaño varía entre 9.000 y 12.000 bases nucleotídicas . La mayoría de los potyvirus tienen genomas no segmentados, [1] aunque varias especies son bipartitas. Las composiciones de bases típicas de algunas de las cepas no recombinantes más comunes de la especie tipo, PVY, oscilan entre ~23,4-23,8 % G; ~31-31,6 % A; ~18,2-18,8 % C; y ~26,5-26,8 % U. [3]
En las especies con un genoma monopartito, una proteína VPg unida al genoma está unida covalentemente al extremo 5' y el extremo 3' está poliadenilado. El genoma codifica un único marco de lectura abierto (ORF) expresado como un precursor de poliproteína de 350 kDa. Esta poliproteína se procesa en diez proteínas más pequeñas: proteína 1 proteasa (P1-Pro), proteasa del componente auxiliar (HC-Pro), proteína 3 (P3), inclusión cilíndrica (CI), proteína viral ligada al genoma (Vpg), inclusión nuclear. A (NIa), inclusión nuclear B (NIb), proteína de la cápside (CP) y dos pequeñas proteínas putativas conocidas como 6K1 y 6K2. El cistrón P3 también contiene un marco de lectura superpuesto llamado "Bastante interesante Potyviridae ORF " (PIPO). [4] PIPO codifica un extremo C alternativo a la proteína P3, que se genera en un subconjunto de transcripciones mediante un cambio de marco +2 causado por un mecanismo de deslizamiento de ribosomas en una secuencia de repetición GA 6 conservada. [5] [6] La proteína resultante se llama P3N-PIPO. Se cree que un mecanismo similar produce un marco de lectura alternativo dentro del cistrón P1, denominado "ORF del potyvirus de la batata bastante interesante" (PISPO), en varios potyvirus que infectan la batata, incluido el virus del moteado plumoso de la batata . [7]
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P1 (~33 kilo daltons (kDa) de peso molecular) es una serina proteasa que facilita su propia escisión de la poliproteína en la unión P1-HC-Pro. [8] P1 consta de un dominio de proteasa C-terminal conservado y una región N-terminal que tiene un alto nivel de variación en secuencia y longitud entre especies de potyvirus pero exhibe patrones conservados de trastorno intrínseco . P1 también promueve la replicación del ARN viral, aunque no es necesario para ello. [9]
HC-Pro (~52 KDa )es una cisteína proteasa que escinde un dipéptido de glicina -glicina en su propio extremo C. [8] También interactúa con el factor de iniciación eucariota 4 (eIF4). Actúa como un supresor del silenciamiento del ARN viral a través de sus interacciones con las proteínas AGO del huésped . [10] La actividad de HC-Pro está regulada por la proteína P1 adyacente: antes de que P1 se escinda del intermedio P1-HC-Pro, el extremo P1 reduce la actividad de supresión del silenciamiento del ARN de HC-Pro. [8] Por lo tanto, la tasa de escisión de P1 regula el nivel de supresión de interferencia de ARN durante la infección. HC-Pro también participa en la transmisión de pulgones. [11] Aunque se desconoce el mecanismo exacto, se ha propuesto que HC-Pro se adhiera a las partes bucales del pulgón huésped a través de su dominio N-terminal en forma de dedo de zinc y ancle los viriones a través de sus interacciones con la proteína de la cápside. [12]
P3 (~41 kDa) es una proteína de membrana necesaria para la replicación viral y se acumula en vesículas de replicación viral. [13] Media las interacciones entre las vesículas de replicación y las proteínas del complejo de movimiento, lo que puede permitir que las vesículas de replicación se recluten en el complejo de movimiento para un movimiento intercelular eficiente. [14] P3 también interactúa con la subunidad grande de la ribulosa-1,5-bifosfato carboxilasa/oxigenasa . [ cita necesaria ]
CI (~71 kDa) es una ARN helicasa con actividad ATPasa . [15] Su propiedad más inusual es su capacidad para formar inclusiones cónicas y cilíndricas grandes y altamente simétricas con un cilindro hueco central desde el cual las láminas laminadas irradian hacia afuera y se pliegan sobre sí mismas en un patrón a menudo descrito como " molinetes ". Estas inclusiones se ven fácilmente en micrografías electrónicas de transmisión de tejidos infectados e históricamente se utilizaron como criterio de diagnóstico para las infecciones por potyvirus. Las inclusiones de CI son un componente importante del complejo de movimiento potyviral que se ensambla en los plasmodesmos . El CI también es necesario para la replicación viral y está presente en las membranas de replicación. Sus contribuciones exactas a la replicación no están claras pero, como ARN helicasa, es probable que CI facilite la replicación al desmantelar las estructuras secundarias del ARN viral.
NIa (~50 kDa) forma inclusiones cristalinas en el núcleo del huésped. Se divide en NIa-Pro y VPg.
NIa-Pro (~27 kDa) es una cisteína proteasa que procesa la mayoría de los sitios de escisión de la poliproteína. [16] Las únicas excepciones son las autoescisiones de P1 y HC-Pro. El alto grado de especificidad y conservación de la secuencia de escisión ha convertido a NIa-Pro (a menudo el del virus del grabado del tabaco ) en una herramienta valiosa en biotecnología, especialmente en aplicaciones que requieren la eliminación de etiquetas de afinidad de proteínas recombinantes después de la purificación por afinidad . NIa-Pro también ha demostrado exhibir actividad ADNasa independiente de la secuencia e interferir con la metilación del ADN del huésped , lo que sugiere que NIa y/o NIa-Pro están alterando la expresión del gen del huésped . [17] Potyviral NIa-Pro comparte un alto nivel de homología con la proteasa picornaviral 3C . [18]
VPg (~22 kDa) está unido covalentemente al extremo 5' del ARN genómico viral mediante uridilación y se cree que actúa como cebador para la replicación del genoma viral de manera similar a las proteínas VPg de picornaviridae . [19] Es una proteína altamente desordenada y se ha sugerido que su flexibilidad le permite interactuar con muchas otras proteínas virales. VPg también interactúa con varias proteínas del huésped, incluido el factor de iniciación eucariótico 4E (eIF4E), el factor de elongación eucariótico 1A (eEF1A) y la proteína de unión a poli(A) (PABP). [20] [21]
NIb (~59 kDa) es una ARN polimerasa dependiente de ARN (RdRp) de la superfamilia II que polimeriza el ARN viral durante la replicación. [22] Al igual que NIa, NIb forma inclusiones en el núcleo huésped donde se transporta debido a sus dos secuencias de localización nuclear . NIb tiene la estructura de tres dominios "palma, pulgar y dedos" típica de RdRps.
Se desconoce la función de 6K1 (~6 kDa), pero debido a que se acumula en vesículas de replicación y tiene un dominio transmembrana , se cree que 6K1 contribuye a la formación de vesículas inducida por virus. [23]
6K2 (~6 kDa) es una proteína transmembrana que reorganiza las membranas del huésped en estructuras de membrana inducidas por virus. [24] Interactúa con varias proteínas del sitio de salida del RE para producir extensiones vesiculares y tubulares que eventualmente maduran hasta convertirse en vesículas de replicación. [25] 6K2 tiene tres dominios principales: el dominio N-terminal que se requiere para el movimiento de célula a célula, la hélice alfa transmembrana hidrofóbica central y el dominio C terminal que se requiere para la replicación viral. [26]
P3N-PIPO (~25 kDa) es una proteína de movimiento dedicada que ancla el complejo de movimiento al plasmodesma . [27] También puede modular el límite de exclusión de tamaño del plasmodesma al interactuar con proteínas del huésped que cortan los filamentos de actina del plasmodesma y reducen la deposición de callosa . [28] [29] Interactúa con las subunidades grandes y pequeñas de la ribulosa-1,5-bifosfato carboxilasa/oxigenasa. [ cita necesaria ]
CP (~30 - 35 kDa) es la proteína de la cápsida. Tiene dos dominios terminales que están desordenados y expuestos en la superficie del virión. [30] [31] El dominio central central contiene un bolsillo de unión a ARN que se une al ARN viral. La estructura de la proteína de la cápside está muy conservada en los potyvirus, aunque existe un grado relativamente alto de variabilidad de secuencia. Además de encapsidar el virión, el dominio central CP es necesario para el movimiento intercelular y contribuye a la transmisión por semillas. [32]
Ciertos potyvirus atípicos codifican proteínas o dominios proteicos adicionales, como P1-PISPO, alquilación B (AlkB) y inosina trifosfato pirofosfatasa (conocida como ITPasa o HAM1). [33] Estas anomalías a menudo se sitúan en la región hipervariable P1-HC-Pro. [8]
La mayoría de los potyvirus son transmitidos por pulgones cuando exploran los tejidos de las plantas con su estilete durante la alimentación. [34] No circulan ni se multiplican dentro del pulgón y, por lo general, solo persisten en el pulgón durante unos minutos. Se ha demostrado que ciertos potyvirus alteran los patrones de alimentación de sus áfidos vectores, lo que puede manifestarse como períodos más largos de tiempo en plantas infectadas, reducción del tiempo de alimentación sin sondaje y aumento de la ingestión de savia del floema.
Se ha documentado la transmisión de semillas y polen en ciertas especies de potyvirus, por ejemplo en PVY y el virus del mosaico del nabo (TUMV) . [35] La transmisión vegetativa a través de tubérculos o material de injerto infectados es de particular preocupación para ciertos cultivos agrícolas, como la papa y los árboles frutales, respectivamente.
La transmisión también puede ocurrir por contacto físico con plantas infectadas o con herramientas, ropa o incluso agua contaminadas. [36]
Después de la entrada, las partículas de potyvirus quedan descubiertas y el ARN genómico se libera en el citoplasma del huésped. El ARN potyviral imita el ARNm del huésped : la proteína 5' VPg comparte similitudes funcionales con la tapa 5' y el extremo 3' está poliadenilado . [37] VPg y sus interacciones con eIF4E y eIF4(iso)E permiten que el virus utilice maquinaria de traducción dependiente de la tapa del huésped para su traducción. De manera similar a la traducción eucariótica, la interacción VPg-eIF4E ensambla el complejo eIF4F alrededor del ARN viral.
Se han identificado varios sitios de entrada de ribosomas internos débiles (IRES) en muchas especies de potyvirus, pero no se sabe si la traducción independiente de la tapa es un mecanismo de traducción importante para los potyvirus. [37]
Como muchos otros virus de ARN de cadena positiva , la replicación del potyvirus está fuertemente asociada con las membranas del huésped. [1] [38] La proteína viral 6K2 coordina la reorganización de las membranas del huésped en varias estructuras asociadas a la infección que, dependiendo de la especie de potyvirus, pueden incluir cualquier cosa, desde pequeñas vesículas virales redondas hasta estructuras globulares complejas con muchas cisternas o lóbulos. Estas estructuras están salpicadas de complejos de replicación viral y a menudo se denominan "vesículas de replicación", "viroplasma" o "fábricas virales". Las membranas de las vesículas de replicación se derivan de una variedad de orgánulos del huésped y las fuentes difieren entre las especies de potyvirus. Algunas fuentes de membrana incluyen el RE , los cloroplastos , el aparato de Golgi y las vacuolas .
Se desconoce el mecanismo de replicación exacto, pero implica un ARN intermedio de sentido negativo y requiere proteínas tanto virales como del huésped. Las proteínas virales detectadas en complejos de replicación incluyen HC-Pro, P3, 6K1, 6K2, CI, VPg, NIa-Pro y NIb. [39] Los factores del huésped presentes en las vesículas de replicación incluyen eIF4A y varias proteínas de choque térmico .
Como la mayoría de los virus de las plantas, los potyvirus han evolucionado para pasar de una célula vegetal a otra a través de los plasmodesmos . Sin embargo, a diferencia de algunos virus vegetales bien estudiados, como el virus del mosaico del tabaco , los potyvirus no tienen una única proteína de movimiento , sino que ensamblan un complejo de movimiento alrededor del plasmodesma. [40] Este complejo está compuesto principalmente por tres proteínas virales: CI, CP, P3N-PIPO. Las inclusiones cónicas de CI están ancladas a los plasmodesmos mediante P3N-PIPO durante las primeras etapas de la infección por potyvirus. Esto permite que la inclusión canalice partículas virales o complejos virales de ARN-CP a través del plasmodesma. Las vesículas de replicación también se reclutan en el complejo de movimiento, lo que sugiere que la replicación y el movimiento están acoplados. Las vesículas de replicación son reclutadas por P3N-PIPO, que interactúa tanto con CI como con P3 a través del dominio P3N compartido. [14] La interacción de P3 con 6K2 permite que las vesículas de replicación se unan al complejo de movimiento.
Los potyvirus evolucionaron hace entre 6.600 y 7.250 años. [41] [42] Parecen haber evolucionado en el suroeste de Eurasia o el norte de África . La tasa de mutación estimada es de aproximadamente 1,15 × 10 −4 sustituciones de nucleótidos/sitio/año. [ cita necesaria ]
La agricultura se introdujo en Australia en el siglo XVIII. Esta introducción también incluyó patógenos vegetales. En Australia se han aislado treinta y ocho especies de potyvirus. Sólo en Australia se han encontrado dieciocho potyvirus y se supone que son endémicos allí. Los veinte restantes parecen haber sido introducidos con la agricultura. [ cita necesaria ]
Históricamente, el diagnóstico de potyvirus se basaba en la detección de diversas inclusiones proteicas en células vegetales infectadas. Estos pueden aparecer como cristales en el citoplasma o en el núcleo, como cuerpos X amorfos, cuerpos membranosos, viroplasmas o molinetes. [43] Las inclusiones pueden contener o no (según la especie) viriones. [ cita necesaria ] Estas inclusiones se pueden ver mediante microscopía óptica en tiras de hojas de tejido vegetal infectado teñidas con naranja-verde (tinción de proteínas) pero no con Azure A (tinción de ácido nucleico). [44] [45] [46]
Los métodos de detección modernos se basan principalmente en la PCR con transcripción inversa . [47]
Potyvirus contiene las siguientes especies: [2]
Otros cuatro virus se clasificaron anteriormente como especies de este género, pero fueron abolidos debido a la falta de información sobre la secuencia genética: [48]
Los potyvirus se dividieron en los grupos de especies PVY, SCMV, BYMV, BCMV en 1992. Gibbs y Ohshima 2010 produjeron una filogenia molecular más extensa con los mismos cuatro, pero también con varios grupos nuevos: BtMV, ChVMV, DaMV, OYDV, PRSV, TEV y TuMV. [42]
Contiene 16 especies, incluida la especie tipo del género (virus Y de la patata). Los huéspedes principales son: Nueve Solanaceae , tres Amaranthus , tres Asteraceae , un Lilium y un Amaryllis . [42]