La isocitrato liasa ( EC 4.1.3.1), o ICL , es una enzima del ciclo del glioxilato que cataliza la escisión del isocitrato en succinato y glioxilato . [2] [3] Junto con la malato sintasa , evita los dos pasos de descarboxilación del ciclo del ácido tricarboxílico (ciclo TCA) y es utilizada por bacterias, hongos y plantas. [4]
El nombre sistemático de esta clase de enzimas es isocitrato glioxilato liasa (formadora de succinato) . Otros nombres de uso común incluyen isocitrasa , isocitritasa , isociratasa , treo-Ds-isocitrato glioxilato liasa e isocitrato glioxilato liasa . Esta enzima participa en el metabolismo del glioxilato y el dicarboxilato .
Esta enzima pertenece a la familia de las liasas , específicamente a las oxoácido-liasas, que rompen enlaces carbono-carbono. Otras enzimas también pertenecen a esta familia, incluyendo la carboxivinil-carboxifosfonato fosforilmutasa ( EC 2.7.8.23), que cataliza la conversión de 1-carboxivinil carboxifosfonato en dióxido de carbono de 3-(hidrohidroxifosforil) piruvato, y la fosfoenolpiruvato mutasa ( EC 5.4.2.9), que está involucrada en la biosíntesis de antibióticos tripéptidos de fosfinotricina .
Durante la catálisis, el isocitrato se desprotona y una escisión aldólica da como resultado la liberación de succinato y glioxilato. Este mecanismo de reacción funciona de manera muy similar al de la aldolasa en la glucólisis , donde se escinde un enlace carbono-carbono y se libera un aldehído. [5]
En el ciclo del glioxilato, la malato sintasa cataliza la condensación de glioxilato y acetil-CoA para formar malato para que el ciclo pueda continuar.
La ICL compite con la isocitrato deshidrogenasa , una enzima que se encuentra en el ciclo del TCA, por el procesamiento del isocitrato. El flujo a través de estas enzimas está controlado por la fosforilación de la isocitrato deshidrogenasa, que tiene una afinidad mucho mayor por el isocitrato en comparación con la ICL. [6] La desactivación de la isocitrato deshidrogenasa por fosforilación conduce, por lo tanto, a un aumento de la canalización del isocitrato a través de la ICL, como se observa cuando las bacterias se cultivan en acetato , un compuesto de dos carbonos. [6]
A partir de 2023, se han resuelto múltiples estructuras de ICL. Estas incluyen una estructura de Pseudomonas aeruginosa ( código de acceso PDB 6G1O), una estructura de Fusarium graminearum (5E9H), una estructura del hongo Aspergillus nidulans (1DQU), una estructura de Yersinia pestis (3LG3), una estructura de Burkholderia pseudomallei (3I4E), una estructura de Escherichia coli (1IGW), dos estructuras de Magnaporthe oryzae (5E9F y 5E9G), cuatro estructuras de Brucella melitensis (3P0X, 3OQ8, 3EOL y 3E5B) y once estructuras de Mycobacterium tuberculosis (1F61, 1F8I, 1F8M, 6C4A, 6C4C, 5DQL, 6EDW, 6EDZ, 6EE1, 6XPP y 8G8K).
La ICL se compone de cuatro cadenas idénticas y requiere un Mg 2+ o Mn 2+ y un tiol para su actividad. [4] En Escherichia coli , se cree que Lys-193, Lys-194, Cys-195, His-197 e His-356 son residuos catalíticos, mientras que se piensa que His-184 está involucrado en el ensamblaje de la enzima tetramérica. [7]
Entre procariotas y eucariotas , una diferencia en la estructura de ICL es la adición de aproximadamente 100 aminoácidos cerca del centro de la enzima eucariota. En eucariotas, se cree que los aminoácidos adicionales funcionan en la localización de ICL a orgánulos unidos a una sola membrana llamados glioxisomas . [4] [8] Estos aminoácidos adicionales explican la diferencia en masa molecular: el ICL procariota es de 48 kDa, mientras que el ICL eucariota es de 67 kDa. [4] Solo un residuo de cisteína se conserva entre las secuencias de las enzimas fúngicas, vegetales y bacterianas; se encuentra en el medio de un hexapéptido conservado.
La mayoría de los ICL que se han caracterizado hasta la fecha contienen solo un dominio (el dominio catalítico). Sin embargo, en la isoforma 2 del ICL de M. tuberculosis se encontraron dos dominios. [9] A través de estudios estructurales y cinéticos, se encontró que el dominio C-terminal es un dominio regulador, que dimeriza con el dominio C-terminal correspondiente de otra subunidad (del tetrámero ICL2) tras la unión de la acetil coenzima A para activar la actividad catalítica de la enzima. [9]
En M. tuberculosis H37Rv (una cepa de laboratorio de uso común), el gen que codifica ICL2 se dividió en dos marcos de lectura abiertos ( rv1915 y rv1916 ), codificando así Rv1915 (ICL2a) y Rv1916 (ICL2b) respectivamente. Las funciones biológicas de Rv1915 (ICL2a) y Rv1916 (ICL2b) son poco conocidas. Rv1915 y rv1916 se caracterizaron inicialmente como pseudogenes. [10] Un estudio in silico en 2019 predijo que Rv1916 (ICL2b) podría estar involucrado en la síntesis de metabolitos secundarios. [11] Los estudios in vitro mostraron que tanto Rv1915 (ICL2a) como Rv1916 (ICL2b) pueden catalizar la conversión de isocitrato para formar succinato y glioxilato. [11] [12] Sin embargo, un estudio estructural y bioquímico reciente mostró que Rv1916 (ICL2b) no tiene actividad ICL. [13] En cambio, el estudio mostró que Rv1916 (ICL2b) es una proteína de unión a acetil-CoA con una función biológica desconocida. [13]
Se desarrollaron varios ensayos para estudiar la cinética enzimática y la inhibición de la ICL. Los ensayos más utilizados implicaron el uso de espectroscopia ultravioleta-visible (UV/vis) química o acoplada a enzimas para medir la cantidad de glioxilato que se está formando. Por ejemplo, el glioxilato se puede hacer reaccionar con fenilhidrazina para formar hidrazona que se puede analizar mediante espectroscopia UV/vis. [14] Alternativamente, se puede utilizar la lactato deshidrogenasa para catalizar la reducción de glioxilato a glicolato en presencia de nicotinamida adenina dinucleótido (NADH), que es un cosustrato de la lactato deshidrogenasa. Durante la reacción, el NADH se oxida a NAD + . La disminución en la concentración de NADH se puede medir luego mediante espectroscopia UV/vis utilizando un tinte. [10] Además de las técnicas espectroscópicas, también se han aplicado técnicas biofísicas , incluida la espectrometría de masas nativa no desnaturalizante y la espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN), para estudiar el ICL. [15] [16]
Se ha descubierto que la enzima ICL es funcional en varias arqueas , bacterias , protistas , plantas , hongos y nematodos . [17] Aunque el gen se ha encontrado en genomas de nematodos y cnidarios, no se ha encontrado en los genomas de mamíferos placentarios. [17]
Al desviar el isocitrato del ciclo del TCA, las acciones de la ICL y la malato sintasa en el ciclo del glioxilato dan como resultado la asimilación neta de carbono de compuestos de 2 carbonos. [18] Por lo tanto, mientras que el ciclo del TCA no produce una asimilación neta de carbono, el ciclo del glioxilato genera intermediarios que pueden usarse para sintetizar glucosa (a través de la gluconeogénesis ), además de otros productos biosintéticos. Como resultado, los organismos que usan ICL y la malato sintasa pueden sintetizar glucosa y sus intermediarios metabólicos a partir de acetil-CoA derivado del acetato o de la degradación de etanol, ácidos grasos o poli-β-hidroxibutirato. [4] Esta función es especialmente importante para las plantas superiores cuando se utilizan aceites de semillas. En las semillas en germinación, la descomposición de los aceites genera acetil-CoA. Esto sirve como sustrato para el ciclo del glioxilato, que genera intermediarios que sirven como fuente primaria de nutrientes antes del comienzo de la producción de azúcares por fotosíntesis . [8]
En M. tuberculosis , las isoformas 1 y 2 de ICL también desempeñan el papel de metilisocitrato liasa , convirtiendo el metilisocitrato en succinato y piruvato. [9] [19] Esto es importante porque el ciclo del metilcitrato es clave para la supervivencia de las bacterias en los ácidos grasos de cadena impar . [20]
Se ha descubierto que el ICL es importante en la patogénesis humana, animal y vegetal. [4] En varios cultivos agrícolas, incluidos los cereales, pepinos y melones, el aumento de la expresión del gen que codifica el ICL es importante para la virulencia fúngica. [4] Por ejemplo, se ha observado un aumento de la expresión génica del icl1 en el hongo Leptosphaeria maculans tras la infección de la canola . La inactivación del gen icl1 conduce a una patogenicidad reducida del hongo, lo que se cree que es el resultado de la incapacidad del hongo para utilizar las fuentes de carbono proporcionadas por la planta. [21]
Además, se ha observado una regulación positiva del ciclo del glioxilato en patógenos que atacan a los humanos. Este es el caso de hongos como Candida albicans , que habita en la piel, la boca, el tracto gastrointestinal, el intestino y la vagina de los mamíferos y puede provocar infecciones sistémicas en pacientes inmunodeprimidos; así como en el caso de la bacteria Mycobacterium tuberculosis , el principal agente causal de la tuberculosis . [22] [23] En este último caso, se ha descubierto que el ICL es esencial para la supervivencia en el huésped. [24] Por lo tanto, el ICL es un objetivo de inhibición actual para los tratamientos terapéuticos de la tuberculosis. [25]
Debido a su uso por hongos y bacterias patógenos, se están buscando inhibidores específicos para la ICL y la malato sintasa. [4] Aunque ya se han identificado algunos inhibidores, incluidos el itaconato , el anhídrido itacónico, el bromopiruvato , el nitropropionato, el oxalato y el malato , estos no son específicos y también inhibirían otras enzimas esenciales para la función del huésped. [4] [26] [27] Se necesita más investigación para identificar inhibidores que se dirijan selectivamente a las enzimas en el ciclo del glioxilato.
