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fago lambda

Modelo estructural Lambda de bacteriófago con resolución atómica [1]

El fago λ de las enterobacterias ( fago lambda , colifago λ , oficialmente virus Escherichia Lambda ) es un virus bacteriano, o bacteriófago , que infecta a la especie bacteriana Escherichia coli ( E. coli ). Fue descubierto por Esther Lederberg en 1950. [2] El tipo salvaje de este virus tiene un ciclo de vida templado que le permite residir dentro del genoma de su huésped a través de lisogenia o entrar en una fase lítica , durante la cual mata y lisa. la célula para producir descendencia. Las cepas lambda, mutadas en sitios específicos, no pueden lisogenizar las células; en cambio, crecen y entran en el ciclo lítico después de sobreinfectar una célula ya lisogenizada. [3]

La partícula del fago consta de una cabeza (también conocida como cápside ), [4] una cola y fibras de la cola (ver imagen del virus a continuación). La cabeza contiene el genoma de ADN lineal de doble hebra del fago . Durante las infecciones, la partícula del fago reconoce y se une a su huésped, E. coli , lo que hace que el ADN de la cabeza del fago sea expulsado a través de la cola hacia el citoplasma de la célula bacteriana. Por lo general, sobreviene un " ciclo lítico ", en el que el ADN lambda se replica y se producen nuevas partículas de fagos dentro de la célula. A esto le sigue la lisis celular , liberando el contenido celular, incluidos los viriones que se han ensamblado, al medio ambiente. Sin embargo, bajo ciertas condiciones, el ADN del fago puede integrarse en el cromosoma de la célula huésped en la vía lisogénica . En este estado, el ADN λ se denomina profago y permanece residente dentro del genoma del huésped sin daño aparente para el huésped. El huésped se denomina lisógeno cuando está presente un profago. Este profago puede entrar en el ciclo lítico cuando el lisógeno entra en una condición de estrés.

Anatomía

El virión bacteriófago lambda.
Virión bacteriófago lambda (esquemático). Se muestran los nombres de las proteínas y sus números de copias en la partícula del virión. La presencia de las proteínas L y M en el virión aún no está clara. [5]

La partícula del virus consta de una cabeza y una cola que pueden tener fibras caudales. La partícula completa consta de 12 a 14 proteínas diferentes con más de 1000 moléculas de proteína en total y una molécula de ADN ubicada en la cabeza del fago. Sin embargo, todavía no está del todo claro si las proteínas L y M forman parte del virión. [5] Todos los fagos lambdoides caracterizados poseen un mecanismo de antiterminación de la transcripción mediado por proteína N, con la excepción del fago HK022. [6]

Diseño lineal del genoma del fago lambda con operones principales, regiones promotoras y genes codificadores de la cápside. [5]

El genoma contiene 48.502 [7] pares de bases de ADN lineal bicatenario, con segmentos monocatenarios de 12 bases en ambos extremos 5'. [8] Estos dos segmentos monocatenarios son los "extremos pegajosos" de lo que se llama el sitio cos . El sitio cos circulariza el ADN en el citoplasma del huésped. Por lo tanto, en su forma circular, el genoma del fago tiene una longitud de 48.502 pares de bases. [8] El genoma lambda se puede insertar en el cromosoma de E. coli y luego se denomina profago. Consulte la sección siguiente para obtener más detalles.

La cola de los fagos lambda está formada por al menos 6 proteínas (H, J, U, V, Stf, Tfa) y requiere 7 más para su ensamblaje (I, K, L, M, Z, G/T). Este proceso de ensamblaje comienza con la proteína J, que luego recluta las proteínas I, L, K y G/T para agregar proteína H. Una vez que G y G/T abandonan el complejo, la proteína V puede ensamblarse en el andamio J/H. Luego, se agrega proteína U al extremo proximal a la cabeza de la cola. La proteína Z es capaz de conectar la cola con la cabeza. La proteína H se escinde debido a las acciones de las proteínas U y Z. [5]

Ciclo vital

Infección

Interacción de la proteína del fago J lambda con la porina LamB

El fago lambda es un fago de cola no contráctil, lo que significa que durante un evento de infección no puede "forzar" su ADN a través de una membrana celular bacteriana. En cambio, debe utilizar una vía existente para invadir la célula huésped, habiendo evolucionado la punta de su cola para interactuar con un poro específico para permitir la entrada de su ADN a los huéspedes.

  1. El bacteriófago Lambda se une a una célula de E. coli mediante su proteína J en la punta de la cola. La proteína J interactúa con la porina de la membrana externa de la maltosa (el producto del gen lamB ) de E. coli , [9] una molécula de porina, que forma parte del operón de la maltosa .
  2. El genoma del fago lineal se inyecta a través de la membrana externa.
  3. El ADN pasa a través del complejo manosa permeasa en la membrana interna [10] [11] (codificado por los genes manXYZ) e inmediatamente se circulariza utilizando los sitios cos , "extremos pegajosos" cohesivos ricos en GC de 12 bases. Los extremos del ADN viral monocatenario se ligan mediante la ADN ligasa del huésped . En general, no se aprecia que los extremos cohesivos lambda de 12 pb fueran el tema de la primera secuenciación directa de nucleótidos de un ADN biológico. [6]
Inyección de ADN del fago lambda en la membrana celular utilizando manosa PTS permeasa (un sistema de transporte de azúcar) como mecanismo de entrada al citoplasma.
  1. La ADN girasa del huésped coloca superenrollamientos negativos en el cromosoma circular, lo que hace que las regiones ricas en AT se desenrollen e impulsen la transcripción.
  2. La transcripción comienza a partir de los promotores constitutivos PL , PR y PR ' que producen las transcripciones 'inmediatas tempranas'. Al principio, estos expresan los genes N y cro , produciendo N, Cro y una proteína corta inactiva.
Eventos de activación temprana que involucran a la proteína N.
  1. Cro se une a OR3 , impidiendo el acceso al promotor PRM , impidiendo la expresión del gen cI . N se une a los dos sitios Nut (utilización de N), uno en el gen N en el marco de lectura PL y otro en el gen cro en el marco de lectura P R.
  2. La proteína N es un antiterminador y funciona activando la ARN polimerasa transcriptora en sitios específicos del ARNm recién transcrito. Cuando la ARN polimerasa transcribe estas regiones, recluta N y forma un complejo con varias proteínas Nus del huésped. Este complejo se salta la mayoría de las secuencias de terminación. Las transcripciones extendidas (las transcripciones 'tardías tempranas') incluyen los genes N y cro junto con los genes cII y cIII , y los genes xis , int , O , P y Q que se analizan más adelante.
  3. La proteína cIII actúa para proteger la proteína cII de la proteólisis por FtsH (una proteasa esencial de E. coli unida a membrana ) actuando como un inhibidor competitivo. Esta inhibición puede inducir un estado bacteriostático , que favorece la lisogenia. cIII también estabiliza directamente la proteína cII. [12]

En la infección inicial, la estabilidad de cII determina el estilo de vida del fago; La cII estable conducirá a la vía lisogénica, mientras que si la cII se degrada, el fago entrará en la vía lítica. Se sabe que la baja temperatura, la inanición de las células y la alta multiplicidad de infección (MOI) favorecen la lisogenia (ver discusión más adelante). [ cita necesaria ]

n antiterminación

N La antiterminación requiere el ensamblaje de un gran complejo de ribonucleoproteína para prolongar eficazmente el proceso de antiterminación; sin el complejo completo, la ARN polimerasa solo puede evitar un terminador [13]

Esto ocurre sin que la proteína N interactúe con el ADN; en cambio, la proteína se une al ARNm recién transcrito. Los sitios de nueces contienen 3 "cajas" conservadas, de las cuales sólo la CajaB es esencial.

  1. Las secuencias de ARN de la caja B están ubicadas cerca del extremo 5' de las transcripciones de pL y pR. Cuando se transcribe, cada secuencia forma una estructura en forma de horquilla a la que se puede unir la proteína N.
  2. La proteína N se une a la caja B en cada transcripción y se pone en contacto con la ARN polimerasa transcripta mediante un bucle de ARN. El complejo N-RNAP se estabiliza mediante la unión posterior de varias proteínas Nus (sustancia de utilización de N) del huésped (que incluyen factores de terminación/antiterminación de la transcripción y, curiosamente, una subunidad de ribosoma).
  3. Todo el complejo (incluido el sitio Nut unido en el ARNm) continúa la transcripción y puede saltarse las secuencias de terminación.

Ciclo de vida lítico

Placas de lisis del fago lambda en la bacteria E. coli

Este es el ciclo de vida que sigue el fago después de la mayoría de las infecciones, donde la proteína cII no alcanza una concentración suficientemente alta debido a la degradación, por lo que no activa sus promotores. [ cita necesaria ]

  1. Se siguen escribiendo las transcripciones 'tardías tempranas', incluidas xis , int , Q y genes para la replicación del genoma lambda ( OP ). Cro domina el sitio represor (ver la sección "Represor"), reprimiendo la síntesis del promotor P RM (que es un promotor del ciclo lisogénico).
  2. Las proteínas O y P inician la replicación del cromosoma del fago (ver "Replicación Lytic").
  3. Q, otro antiterminador , se une a los sitios Qut .
  4. La transcripción del promotor P R' ahora puede extenderse para producir ARNm para la lisis y las proteínas de la cabeza y la cola.
  5. Las proteínas estructurales y los genomas de fagos se autoensamblan en nuevas partículas de fagos.
  6. Los productos de los genes S , R , Rz y Rz1 provocan la lisis celular. S es una holina , una pequeña proteína de membrana que, en un momento determinado por la secuencia de la proteína, de repente hace agujeros en la membrana. R es una endolisina , una enzima que escapa por los agujeros S y escinde la pared celular. Rz y Rz1 son proteínas de membrana que forman un complejo que de alguna manera destruye la membrana externa, después de que la endolisina ha degradado la pared celular. Para lambda de tipo salvaje, la lisis se produce aproximadamente 50 minutos después del inicio de la infección y libera alrededor de 100 viriones.

Transcripción hacia la derecha

La transcripción hacia la derecha expresa los genes O , P y Q. O y P son responsables de iniciar la replicación, y Q es otro antiterminador que permite la expresión de los genes de cabeza, cola y lisis de P R' . [6]

Pr es el promotor de la transcripción hacia la derecha y el gen cro es un gen regulador. El gen cro codificará la proteína Cro que luego reprimirá al promotor Prm. Una vez que la transcripción Pr esté en marcha, el gen Q se transcribirá en el extremo más alejado del operón para la transcripción hacia la derecha. El gen Q es un gen regulador que se encuentra en este operón, que controlará la expresión de genes posteriores para la transcripción hacia la derecha. Una vez que las proteínas reguladoras del gen permitan la expresión, la proteína Q actuará como antiterminador. Esto permitirá que se lea el resto del operón hasta que llegue al terminador de transcripción. Permitiendo así la expresión de genes posteriores en el operón y conduciendo a la expresión del ciclo lítico. [14]

Se ha descubierto que el promotor Pr activa el origen en el uso de la transcripción hacia la derecha, pero todavía no se comprende bien todo el asunto. Dado que existen algunas advertencias al respecto, por ejemplo, este proceso es diferente para otros fagos como el fago N15, que puede codificar la ADN polimerasa. Otro ejemplo es que el fago P22 puede reemplazar el gen p, que codifica una proteína de replicación esencial para algo que es capaz de codificar hélices de DnaB. [6]

replicación lítica

  1. Durante los primeros ciclos de replicación, el genoma lambda sufre una replicación θ (círculo a círculo).
  2. Esto se inicia en el sitio ori ubicado en el gen O. La proteína O se une al sitio ori y la proteína P se une a la subunidad DnaB de la maquinaria de replicación del huésped, además de unirse a O. Esto controla efectivamente la ADN polimerasa del huésped.
  3. Pronto, el fago cambia a una replicación en círculo rodante similar a la utilizada por el fago M13. El ADN está mellado y el extremo 3' sirve como cebador. Tenga en cuenta que esto no libera copias únicas del genoma del fago, sino más bien una molécula larga con muchas copias del genoma: un concatémero .
  4. Estos concatémeros se escinden en sus sitios cos a medida que se empaquetan. El empaquetamiento no puede ocurrir a partir de ADN de fago circular, sólo a partir de ADN concatomérico.

antiterminación q

La proteína Q modifica la ARN polimerasa en la región promotora y es reclutada por la ARN polimerasa. La proteína Q se convierte en una subunidad de ARN polimerasa después de reclutarse en RNAP y modifica la enzima a un estado procesivo. Tenga en cuenta que NusA puede estimular la actividad de la proteína Q. [13]

Q es similar a N en su efecto: Q se une a la ARN polimerasa en los sitios Qut y el complejo resultante puede ignorar los terminadores; sin embargo, el mecanismo es muy diferente; la proteína Q se asocia primero con una secuencia de ADN en lugar de con una secuencia de ARNm. [15]

  1. El sitio Qut está muy cerca del promotor P R' , lo suficientemente cerca como para que el factor σ no haya sido liberado de la holoenzima de la ARN polimerasa. Parte del sitio Qut se parece a la caja -10 de Pribnow , lo que provoca que la holoenzima se detenga.
  2. Luego, la proteína Q se une y desplaza parte del factor σ y se reinicia la transcripción.
  3. Los genes de la cabeza y la cola se transcriben y las proteínas correspondientes se autoensamblan.

Transcripción hacia la izquierda

Diagrama que muestra el proceso de retrorregulación que produce una mayor concentración de xis en comparación con int. La transcripción de ARNm es digerida por RNasa bacteriana a partir del bucle de horquilla escindido en sib.

La transcripción hacia la izquierda expresa los genes gam, xis , bar e int . [6] Las proteínas Gam participan en la recombinación. Gam también es importante porque inhibe que la nucleasa RecBCD del huésped degrade los extremos 3' en la replicación del círculo rodante. Int y xis son proteínas de integración y escisión vitales para la lisogenia. [ cita necesaria ]

Proceso de transcripción hacia la izquierda
  1. El fago lambda inserta el cromosoma en el citoplasma de la célula bacteriana huésped.
  2. El cromosoma del fago se inserta en el cromosoma bacteriano del huésped a través de la ADN ligasa.
  3. La transcripción del cromosoma del fago avanza hacia la izquierda cuando la ARN polimerasa del huésped se une al sitio promotor p L, lo que da como resultado la traducción del gen N.
    1. El gen N actúa como un gen regulador que hace que la ARN polimerasa sea incapaz de reconocer los sitios de terminación de la traducción. [dieciséis]
Mutaciones de transcripción hacia la izquierda

Se cree que la transcripción hacia la izquierda produce una mutación por eliminación del gen rap que provoca una falta de crecimiento del fago lambda. Esto se debe a que la ARN polimerasa se une al sitio promotor pL en lugar del sitio promotor pR. La transcripción hacia la izquierda da como resultado la transcripción de la barra I y la barra II en el operón izquierdo. El fenotipo bar positivo está presente cuando el gen rap está ausente. Se cree que la falta de crecimiento del fago lambda se debe a una sensibilidad a la temperatura que resulta en la inhibición del crecimiento. [17]

xis e int regulación de inserción y escisión
  1. xis e int se encuentran en el mismo fragmento de ARNm, por lo que se producen concentraciones aproximadamente iguales de proteínas xis e int . Esto da como resultado (inicialmente) la escisión de cualquier genoma insertado del genoma del huésped.
  2. El ARNm del promotor PL forma una estructura secundaria estable con un tallo-bucle en la sección hermana del ARNm. Esto se dirige al extremo 3' ( sib ) del ARNm para la degradación de la ARNasaIII, lo que da como resultado una concentración efectiva más baja de ARNm int que de ARNm xis (ya que el cistrón int está más cerca de la secuencia sib que el cistrón xis de la secuencia sib ). , por lo que se observan concentraciones más altas de xis que de int .
  3. Concentraciones más altas de xis que de int no dan como resultado la inserción o escisión de genomas de fagos, la acción favorecida evolutivamente: dejar insertados los genomas de fagos preinsertados (reduciendo así la competencia) e impedir la inserción del genoma de fagos en el genoma de un huésped condenado.

Ciclo de vida lisogénico (o lisenógeno)

El ciclo de vida lisogénico comienza una vez que la proteína cI alcanza una concentración lo suficientemente alta como para activar sus promotores, después de una pequeña cantidad de infecciones.

  1. Se siguen escribiendo las transcripciones 'tardías tempranas', incluidas xis , int , Q y genes para la replicación del genoma lambda.
  2. El cII estabilizado actúa para promover la transcripción de los promotores P RE , P I y P antiq .
  3. El promotor P antiq produce ARNm antisentido para el mensaje del gen Q del transcrito del promotor PR , desactivando así la producción de Q. El promotor P RE produce ARNm antisentido para la sección cro del transcrito del promotor PR , lo que reduce la producción de cro, y tiene un transcrito del gen cI . Esto se expresa activando la producción del represor CI. El promotor P I expresa el gen int , lo que da como resultado altas concentraciones de proteína Int. Esta proteína int integra el ADN del fago en el cromosoma del huésped (ver "Integración del profago").
  4. Sin Q no se produce ninguna extensión del marco de lectura del promotor P R' , por lo que no se producen proteínas líticas o estructurales. Los niveles elevados de int (mucho más altos que los de xis) dan como resultado la inserción del genoma lambda en el genoma del huésped (ver diagrama). La producción de cI conduce a la unión de cI a los sitios OR1 y OR2 en el promotor P R , desactivando la expresión cro y otros genes tempranos. cI también se une al promotor PL , desactivando allí también la transcripción.
  5. La falta de cro deja el sitio OR3 libre, por lo que puede ocurrir la transcripción del promotor P RM , manteniendo los niveles de cI.
  6. La falta de transcripción de los promotores PL y PR conduce a que no se produzcan más cII y cIII.
  7. A medida que disminuyen las concentraciones de cII y cIII, la transcripción de P antiq , P RE y P I deja de promoverse porque ya no son necesarios.
  8. Sólo los promotores P RM y P R' quedan activos; el primero produce proteína cI y el segundo una transcripción corta inactiva. El genoma permanece insertado en el genoma del huésped en estado latente.

El profago se duplica con cada división celular posterior del huésped. Los genes de fagos expresados ​​en este estado latente codifican proteínas que reprimen la expresión de otros genes de fagos (como los genes estructurales y de lisis) para evitar la entrada en el ciclo lítico. Estas proteínas represivas se descomponen cuando la célula huésped está bajo estrés, lo que da como resultado la expresión de genes de fagos reprimidos. El estrés puede deberse a inanición , venenos (como antibióticos ) u otros factores que pueden dañar o destruir al huésped. En respuesta al estrés, uno de los productos genéticos recién expresados ​​elimina el profago activado del ADN de la célula huésped y entra en su vía lítica.

Integración del profago

La integración del fago λ tiene lugar en un sitio de unión especial en los genomas bacterianos y del fago, llamado att λ . La secuencia del sitio att bacteriano se llama attB , entre los operones gal y bio , y consta de las partes BOB', mientras que la secuencia complementaria en el genoma del fago circular se llama attP y consta de las partes POP'. La integración en sí es un intercambio secuencial (ver recombinación genética ) a través de una unión Holliday y requiere tanto la proteína del fago Int como la proteína bacteriana IHF ( factor de integración del huésped ). Tanto Int como IHF se unen a attP y forman un intasoma, un complejo de ADN-proteína diseñado para la recombinación específica del sitio del fago y el ADN del huésped. La secuencia BOB' original se cambia mediante la integración al ADN-POB' del fago BOP'. El ADN del fago ahora forma parte del genoma del huésped. [18]

Mantenimiento de la lisogenia

Una representación simplificada del paradigma de integración/escisión y los principales genes implicados.
Los represores lisógenos y la polimerasa se unen a OR1 y reclutan OR2, lo que activará PRM y apagará PR.

Inducción

Estado transcripcional de las regiones promotoras P RM y P R durante un estado lisogénico versus estado lítico temprano inducido.

La inducción clásica de un lisógeno implicaba irradiar las células infectadas con luz ultravioleta. Cualquier situación en la que un lisógeno sufra daños en el ADN o se estimule de otro modo la respuesta SOS del huésped conduce a la inducción.

  1. La célula huésped, que contiene un genoma de fago inactivo, experimenta daños en el ADN debido a un entorno de alto estrés y comienza a sufrir la respuesta SOS .
  2. RecA (una proteína celular) detecta daños en el ADN y se activa. Ahora es RecA*, una coproteasa altamente específica.
  3. Normalmente, RecA* se une a LexA (un represor de la transcripción ), activando la actividad de la autoproteasa LexA, que destruye el represor LexA, permitiendo la producción de proteínas reparadoras del ADN . En las células lisogénicas, esta respuesta es secuestrada y RecA* estimula la autoescisión de CI. Esto se debe a que cI imita la estructura de LexA en el sitio de autoescisión.
  4. El cI escindido ya no puede dimerizarse y pierde su afinidad por la unión al ADN.
  5. Los promotores P R y PL ya no están reprimidos y se activan, y la célula regresa a la secuencia lítica de eventos de expresión (tenga en cuenta que cII no es estable en células que experimentan la respuesta SOS) . Sin embargo, hay una diferencia notable.
La función de LexA en la respuesta SOS. La expresión de LexA conduce a la inhibición de varios genes, incluido LexA.

Control de la escisión del genoma de fagos en inducción.

  1. El genoma del fago todavía está insertado en el genoma del huésped y necesita escisión para que se produzca la replicación del ADN. Sin embargo, la sección de hermanos más allá de la transcripción normal del promotor PL ya no está incluida en este marco de lectura (ver diagrama).
  2. Ningún dominio hermano en el ARNm del promotor PL no da como resultado un bucle en horquilla en el extremo 3', y el transcrito ya no es el objetivo de la degradación de la ARNasaIII.
  3. La nueva transcripción intacta tiene una copia de xis e int , por lo que se producen concentraciones aproximadamente iguales de proteínas xis e int.
  4. Concentraciones iguales de xis e int dan como resultado la escisión del genoma insertado del genoma del huésped para su replicación y posterior producción de fagos.

Reactivación de multiplicidad y reactivación de profago.

La reactivación de multiplicidad (MR) es el proceso mediante el cual múltiples genomas virales, cada uno de los cuales contiene daño genómico inactivante, interactúan dentro de una célula infectada para formar un genoma viral viable. La RM se descubrió originalmente con el fago T4, pero posteriormente se encontró en el fago λ (así como en muchos otros virus bacterianos y mamíferos [19] ). La RM del fago λ inactivado por luz ultravioleta depende de la función de recombinación del huésped o del fago infectante. [20] La ausencia de ambos sistemas de recombinación conduce a una pérdida de MR.

La supervivencia del fago λ irradiado con luz ultravioleta aumenta cuando el huésped de E. coli es lisogénico para un profago homólogo, un fenómeno denominado reactivación del profago. [21] La reactivación del profago en el fago λ parece ocurrir mediante un proceso de reparación recombinacional similar al de MR.

represor

Interacciones de proteínas que conducen a ciclos líticos o lisogénicos para el fago Lambda

El represor que se encuentra en el fago lambda es un ejemplo notable del nivel de control posible sobre la expresión genética mediante un sistema muy simple. Forma un "interruptor binario" con dos genes bajo expresión mutuamente excluyente, como lo descubrió Barbara J. Meyer . [22]

Representación visual de la unión del tetrámero/octámero represor a los sitios operadores del fago lambda L y R (estado lisogénico estable)

El sistema del gen represor lambda consta de (de izquierda a derecha en el cromosoma):

El represor lambda es un dímero autoensamblable también conocido como proteína cI . [23] Se une al ADN en el motivo de unión hélice-vuelta-hélice. Regula la transcripción de la proteína cI y la proteína Cro.

El ciclo de vida de los fagos lambda está controlado por las proteínas cI y Cro. El fago lambda permanecerá en estado lisogénico si predominan las proteínas cI, pero se transformará al ciclo lítico si predominan las proteínas cro.

El dímero cI puede unirse a cualquiera de los tres operadores, O R 1, O R 2 y O R 3, en el orden O R 1 > O R 2 > O R 3. La unión de un dímero cI a O R 1 mejora la unión de un segundo dímero cI a O R 2, un efecto llamado cooperatividad . Por tanto, O R 1 y O R 2 casi siempre están ocupados simultáneamente por cI. Sin embargo, esto no aumenta la afinidad entre CI y O R 3, que estarán ocupados sólo cuando la concentración de CI sea alta.

En altas concentraciones de cI, los dímeros también se unirán a los operadores O L 1 y O L 2 (que están a más de 2 kb aguas abajo de los operadores R). Cuando los dímeros cI se unen a O L 1, O L 2, O R 1 y O R 2, se induce un bucle en el ADN que permite que estos dímeros se unan para formar un octámero. Este es un fenómeno llamado cooperatividad de largo alcance . Tras la formación del octámero, los dímeros de cI pueden unirse cooperativamente a O L 3 y O R 3, reprimiendo la transcripción de cI. Esta regulación autonegativa asegura una concentración mínima estable de la molécula represora y, en caso de que surjan señales SOS, permite una inducción de profago más eficiente. [24]

Descripción general de la función de las proteínas

Lítico versus lisogénico

Diagrama del ciclo de vida de los fagos templados, que muestra los ciclos lítico y lisogénico.

Una distinción importante aquí es la que existe entre las dos decisiones; lisogenia y lisis en caso de infección, y lisogenia o lisis continua a partir de un profago. Esta última viene determinada únicamente por la activación de RecA en la respuesta SOS de la célula, como se detalla en el apartado de inducción. Los primeros también se verán afectados por esto; una célula que experimenta una respuesta SOS siempre será lisada, ya que no se permitirá que se acumule ninguna proteína cI. Sin embargo, la decisión lítica/lisogénica inicial sobre la infección también depende de las proteínas cII y cIII.

En las células con suficientes nutrientes, la actividad de la proteasa es alta, lo que descompone la cII. Esto conduce al estilo de vida lítico. En células con nutrientes limitados, la actividad de la proteasa es baja, lo que hace que la cII sea estable. Esto conduce al estilo de vida lisogénico. cIII parece estabilizar cII, tanto directamente como actuando como un inhibidor competitivo de las proteasas relevantes. Esto significa que una célula "en problemas", es decir, carente de nutrientes y en un estado más latente, tiene más probabilidades de lisogenizarse. Esto se seleccionaría porque el fago ahora puede permanecer inactivo en la bacteria hasta que lleguen tiempos mejores, y así el fago puede crear más copias de sí mismo con los recursos adicionales disponibles y con la proximidad más probable de más células infectables.

Aún queda por desarrollar un modelo biofísico completo para la decisión de lisis-lisogenia de lambda. Los modelos y la simulación por computadora sugieren que los procesos aleatorios durante la infección impulsan la selección de lisis o lisogenia dentro de las células individuales. [25] Sin embargo, experimentos recientes sugieren que las diferencias físicas entre las células, que existen antes de la infección, predeterminan si una célula se lisará o se convertirá en lisógeno. [26]

Como herramienta genética

El fago lambda se ha utilizado mucho como organismo modelo y ha sido una excelente herramienta primero en genética microbiana y luego en genética molecular . [27] Algunos de sus usos incluyen su aplicación como vector para la clonación de ADN recombinante ; el uso de su recombinasa específica de sitio (int) para la mezcla de ADN clonados mediante el método de entrada ; [28] y la aplicación de su operón rojo , incluidas las proteínas alfa roja (también llamada 'exo'), beta y gamma en el método de ingeniería de ADN llamado recombinación . El fragmento de ADN de 48 kb del fago lambda no es esencial para una infección productiva y puede ser reemplazado por ADN extraño, [29] que luego puede ser replicado por el fago. El fago lambda entrará en las bacterias más fácilmente que los plásmidos, lo que lo convierte en un vector útil que puede destruir o convertirse en parte del ADN del huésped. [30] El fago lambda también se puede manipular y utilizar como vacuna anticancerígena dirigida a la aspartil (asparaginil) β-hidroxilasa humana (ASPH, HAAH), que ha demostrado ser beneficiosa en casos de carcinoma hepatocelular en ratones. [31] El fago lambda también ha sido de gran importancia en el estudio de la transducción especializada . [32]

Ver también

Referencias

  1. ^ Padilla-Sánchez V (16 de julio de 2021). "Modelo estructural Lambda de bacteriófago en resolución atómica". doi :10.5281/zenodo.5134493 . Consultado el 24 de julio de 2021 .
  2. ^ Lederberg E (enero de 1950). "Lisogenicidad en la cepa K-12 de Escherichia coli ". Boletín de Genética Microbiana . 1 : 5–8.; seguido de Lederberg EM, Lederberg J (enero de 1953). "Estudios genéticos de lisogenicidad en Escherichia Coli". Genética . 38 (1): 51–64. doi :10.1093/genética/38.1.51. PMC 1209586 . PMID  17247421. 
  3. ^ Griffiths A, Miller J, Suzuki D, Lewontin R, Gelbart W (2000). Introducción al análisis genético (7ª ed.). Nueva York: WH Freeman. ISBN 978-0-7167-3520-5. Consultado el 19 de mayo de 2017 .
  4. ^ Wang C, Zeng J, Wang J (abril de 2022). "Base estructural de la maduración de la cápside del bacteriófago lambda". Estructura . 30 (4): 637–645.e3. doi : 10.1016/j.str.2021.12.009 . PMID  35026161. S2CID  245933331.
  5. ^ abcd Rajagopala SV, Casjens S, Uetz P (septiembre de 2011). "El mapa de interacción de proteínas del bacteriófago lambda". Microbiología BMC . 11 : 213. doi : 10.1186/1471-2180-11-213 . PMC 3224144 . PMID  21943085. 
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Otras lecturas

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