La espectroscopia de resonancia magnética nuclear de proteínas (generalmente abreviada proteína NMR ) es un campo de la biología estructural en el que la espectroscopia de RMN se utiliza para obtener información sobre la estructura y dinámica de las proteínas , y también de los ácidos nucleicos , y sus complejos. Los pioneros en este campo fueron Richard R. Ernst y Kurt Wüthrich en la ETH , [1] y Ad Bax , Marius Clore , Angela Gronenborn en los NIH , [2] y Gerhard Wagner en la Universidad de Harvard , entre otros. La determinación de estructuras mediante espectroscopia de RMN suele constar de varias fases, cada una de las cuales utiliza un conjunto independiente de técnicas altamente especializadas. Se prepara la muestra, se realizan mediciones, se aplican enfoques interpretativos y se calcula y valida una estructura.
La RMN implica las propiedades mecánico-cuánticas del núcleo central (" núcleo ") del átomo. Estas propiedades dependen del entorno molecular local y su medición proporciona un mapa de cómo están unidos químicamente los átomos, qué tan cerca están en el espacio y qué tan rápido se mueven entre sí. Estas propiedades son fundamentalmente las mismas que las utilizadas en la resonancia magnética (MRI), más familiar , pero las aplicaciones moleculares utilizan un enfoque algo diferente, apropiado para el cambio de escala de milímetros (de interés para los radiólogos) a nanómetros (los átomos unidos se forman). normalmente a una fracción de nanómetro de distancia), un factor de un millón. Este cambio de escala requiere una sensibilidad de detección y estabilidad mucho mayores para mediciones a largo plazo. A diferencia de la resonancia magnética, los estudios de biología estructural no generan directamente una imagen, sino que se basan en complejos cálculos informáticos para generar modelos moleculares tridimensionales.
Actualmente la mayoría de las muestras se examinan en solución en agua, pero se están desarrollando métodos para trabajar también con muestras sólidas . La recopilación de datos se basa en colocar la muestra dentro de un potente imán, enviar señales de radiofrecuencia a través de la muestra y medir la absorción de esas señales. Dependiendo del entorno de los átomos dentro de la proteína, los núcleos de los átomos individuales absorberán diferentes frecuencias de señales de radio. Además, las señales de absorción de diferentes núcleos pueden verse perturbadas por núcleos adyacentes. Esta información se puede utilizar para determinar la distancia entre núcleos. Estas distancias, a su vez, se pueden utilizar para determinar la estructura general de la proteína.
Un estudio típico podría involucrar cómo interactúan dos proteínas entre sí, posiblemente con miras a desarrollar pequeñas moléculas que puedan usarse para investigar la biología normal de la interacción (" biología química ") o para proporcionar posibles pistas para el uso farmacéutico ( desarrollo de fármacos ). ). Con frecuencia, el par de proteínas que interactúan puede haber sido identificado mediante estudios de genética humana, lo que indica que la interacción puede verse interrumpida por mutaciones desfavorables, o pueden desempeñar un papel clave en la biología normal de un organismo "modelo" como la mosca de la fruta, la levadura , el gusano C. elegans o los ratones. Para preparar una muestra, normalmente se utilizan métodos de biología molecular para fabricar cantidades mediante fermentación bacteriana . Esto también permite cambiar la composición isotópica de la molécula, lo cual es deseable porque los isótopos se comportan de manera diferente y proporcionan métodos para identificar señales de RMN superpuestas.
La resonancia magnética nuclear de proteínas se realiza en muestras acuosas de proteínas altamente purificadas . Normalmente, la muestra consta de entre 300 y 600 microlitros con una concentración de proteínas en el rango de 0,1 a 3 milimolar . La fuente de la proteína puede ser natural o producida en un sistema de producción utilizando técnicas de ADN recombinante mediante ingeniería genética . Las proteínas expresadas de forma recombinante suelen ser más fáciles de producir en cantidad suficiente y este método hace posible el marcaje isotópico . [ cita necesaria ]
La proteína purificada normalmente se disuelve en una solución tampón y se ajusta a las condiciones de disolvente deseadas. La muestra de RMN se prepara en un tubo de vidrio de paredes delgadas . [ cita necesaria ]
La RMN de proteínas utiliza experimentos de resonancia magnética nuclear multidimensional para obtener información sobre la proteína. Idealmente, cada núcleo distinto de la molécula experimenta un entorno electrónico distinto y, por lo tanto, tiene un cambio químico distinto mediante el cual puede ser reconocido. Sin embargo, en moléculas grandes, como las proteínas, el número de resonancias suele ser de varios miles y un espectro unidimensional inevitablemente tiene superposiciones incidentales. Por ello, se realizan experimentos multidimensionales que correlacionan las frecuencias de distintos núcleos. Las dimensiones adicionales disminuyen la posibilidad de superposición y tienen un mayor contenido de información, ya que correlacionan señales de núcleos dentro de una parte específica de la molécula. La magnetización se transfiere a la muestra mediante pulsos de energía electromagnética ( radiofrecuencia ) y entre núcleos mediante retardos; el proceso se describe con las llamadas secuencias de impulsos . Las secuencias de pulsos permiten al experimentador investigar y seleccionar tipos específicos de conexiones entre núcleos. La variedad de experimentos de resonancia magnética nuclear utilizados con proteínas se divide en dos categorías principales: una en la que la magnetización se transfiere a través de enlaces químicos y otra en la que la transferencia se realiza a través del espacio, independientemente de la estructura del enlace. La primera categoría se utiliza para asignar los diferentes desplazamientos químicos a un núcleo específico, y la segunda se utiliza principalmente para generar las restricciones de distancia utilizadas en el cálculo de la estructura y en la asignación con proteínas no marcadas. [ cita necesaria ]
Dependiendo de la concentración de la muestra, el campo magnético del espectrómetro y el tipo de experimento, un único experimento de resonancia magnética nuclear multidimensional en una muestra de proteína puede llevar horas o incluso varios días para obtener una relación señal-ruido adecuada a través de la señal. promediar y permitir una evolución suficiente de la transferencia de magnetización a través de las diversas dimensiones del experimento. En igualdad de condiciones, los experimentos de dimensiones superiores llevarán más tiempo que los experimentos de dimensiones inferiores. [ cita necesaria ]
Normalmente, el primer experimento que se mide con una proteína marcada con isótopos es un espectro de correlación cuántica única heteronuclear (HSQC) 2D, donde "heteronuclear" se refiere a núcleos distintos de 1H. En teoría, la correlación cuántica única heteronuclear tiene un pico por cada H unido a un heteronúcleo. Así, en el 15N-HSQC, con una proteína marcada con 15 N , se espera una señal por cada átomo de nitrógeno en la columna vertebral, con la excepción de la prolina , que no tiene amida-hidrógeno debido a la naturaleza cíclica de su columna vertebral. Cada residuo aporta señales adicionales de 15N-HSQC con un enlace nitrógeno-hidrógeno en su cadena lateral (W, N, Q, R, H, K). A menudo se hace referencia al 15N-HSQC como la huella digital de una proteína porque cada proteína tiene un patrón único de posiciones de señal. El análisis del 15N-HSQC permite a los investigadores evaluar si está presente el número esperado de picos y así identificar posibles problemas debido a conformaciones múltiples o heterogeneidad de la muestra. El relativamente rápido experimento de correlación cuántica única heteronuclear ayuda a determinar la viabilidad de realizar experimentos posteriores más largos, más caros y más elaborados. No es posible asignar picos a átomos específicos únicamente a partir de la correlación cuántica única heteronuclear. [ cita necesaria ]
Para analizar los datos de la resonancia magnética nuclear, es importante obtener una asignación de resonancia para la proteína, es decir, averiguar qué desplazamiento químico corresponde a cada átomo. Esto normalmente se logra mediante caminatas secuenciales utilizando información derivada de varios tipos diferentes de experimentos de RMN. El procedimiento exacto depende de si la proteína está marcada isotópicamente o no, ya que muchos de los experimentos de asignación dependen del carbono-13 y del nitrógeno-15. [ cita necesaria ]
Con proteínas no marcadas, el procedimiento habitual es registrar un conjunto de experimentos de resonancia magnética nuclear homonuclear bidimensional mediante espectroscopia de correlación (COSY), de los cuales varios tipos incluyen espectroscopia de correlación convencional, espectroscopia de correlación total (TOCSY) y espectroscopia de efecto Overhauser nuclear (NOESY). . [3] [4] Un experimento de resonancia magnética nuclear bidimensional produce un espectro bidimensional. Las unidades de ambos ejes son desplazamientos químicos. COZY y TOCSY transfieren magnetización a través de enlaces químicos entre protones adyacentes. El experimento de espectroscopia de correlación convencional solo puede transferir magnetización entre protones en átomos adyacentes, mientras que en el experimento de espectroscopia de correlación total los protones pueden transmitir la magnetización, por lo que se transfiere entre todos los protones que están conectados por átomos adyacentes. Así, en una espectroscopia de correlación convencional, un protón alfa transfiere magnetización a los protones beta, los protones beta se transfieren a los protones alfa y gamma, si hay alguno presente, luego el protón gamma se transfiere a los protones beta y delta, y el proceso continúa. . En la espectroscopia de correlación total, los protones alfa y todos los demás son capaces de transferir magnetización a beta, gamma, delta y épsilon si están conectados por una cadena continua de protones. La cadena continua de protones es la cadena lateral de los aminoácidos individuales . Así, estos dos experimentos se utilizan para construir los llamados sistemas de espín, es decir, construir una lista de resonancias del desplazamiento químico del protón peptídico, los protones alfa y todos los protones de la cadena lateral de cada residuo . Qué desplazamientos químicos corresponden a qué núcleos en el sistema de espín está determinado por las conectividades espectroscópicas de correlación convencionales y el hecho de que diferentes tipos de protones tienen desplazamientos químicos característicos. Para conectar los diferentes sistemas de espín en orden secuencial, se debe utilizar el experimento de espectroscopia del efecto nuclear Overhauser. Debido a que este experimento transfiere magnetización a través del espacio, mostrará picos cruzados para todos los protones que están cerca en el espacio, independientemente de si están en el mismo sistema de espín o no. Los residuos vecinos están inherentemente cerca en el espacio, por lo que las asignaciones pueden realizarse mediante los picos en NOESY con otros sistemas de espín. [ cita necesaria ]
Un problema importante al utilizar la resonancia magnética nuclear homonuclear es la superposición entre picos. Esto ocurre cuando diferentes protones tienen desplazamientos químicos iguales o muy similares. Este problema aumenta a medida que la proteína crece, por lo que la resonancia magnética nuclear homonuclear suele estar restringida a proteínas o péptidos pequeños. [ cita necesaria ]
El experimento con 15N que se realiza más comúnmente es el HSQC 1 H- 15 N. El experimento es muy sensible y, por tanto, puede realizarse con relativa rapidez. A menudo se utiliza para comprobar la idoneidad de una proteína para la determinación de la estructura mediante RMN, así como para la optimización de las condiciones de la muestra. Es uno del conjunto estándar de experimentos utilizados para la determinación de la estructura de la solución de proteínas. El HSQC se puede ampliar aún más a experimentos de RMN de tres y cuatro dimensiones, como 15 N-TOCSY-HSQC y 15 N-NOESY-HSQC. [5]
Cuando la proteína se marca con carbono-13 y nitrógeno-15 es posible registrar experimentos de triple resonancia que transfieren magnetización sobre el enlace peptídico y así conectan diferentes sistemas de espín a través de enlaces. [6] [7] Esto generalmente se hace usando algunos de los siguientes experimentos, HNCO , HN(CA)CO }, HNCA , [8] HN(CO)CA , HNCACB y CBCA(CO)NH . Los seis experimentos consisten en un plano 1 H- 15 N (similar a un espectro HSQC) expandido con una dimensión de carbono. En el HN(CA)CO , cada plano HN contiene los picos del carbono carbonilo de su residuo, así como el anterior en la secuencia. El HNCO contiene el desplazamiento químico del carbono carbonílico únicamente del residuo anterior, pero es mucho más sensible que el HN(CA)CO . Estos experimentos permiten que cada pico de 1 H- 15 N se enlace al carbono carbonilo anterior, y luego se puede realizar una asignación secuencial haciendo coincidir los desplazamientos de los carbonos anteriores y propios de cada sistema de espín. El HNCA y el HN(CO)CA funcionan de manera similar, solo que con los carbonos alfa (C α ) en lugar de los carbonilos, y el HNCACB y el CBCA(CO)NH contienen tanto el carbono alfa como el carbono beta (C β ). Generalmente se requieren varios de estos experimentos para resolver la superposición en la dimensión del carbono. Este procedimiento suele ser menos ambiguo que el método basado en NOESY, ya que se basa en la transferencia de bonos. En los métodos basados en NOESY, aparecerán picos adicionales correspondientes a átomos que están cerca en el espacio pero que no pertenecen a residuos secuenciales, lo que confunde el proceso de asignación. Después de la asignación de resonancia secuencial inicial, generalmente es posible extender la asignación de C α y C β al resto de la cadena lateral usando experimentos como HCCH-TOCSY, que es básicamente un experimento TOCSY resuelto en una dimensión de carbono adicional.
Para realizar cálculos estructurales, es necesario generar una serie de restricciones determinadas experimentalmente. Estos se dividen en diferentes categorías; las más utilizadas son las restricciones de distancia y las restricciones de ángulo.
Un pico cruzado en un experimento NOESY significa proximidad espacial entre los dos núcleos en cuestión. Así, cada pico se puede convertir en una distancia máxima entre los núcleos, normalmente entre 1,8 y 6 angstroms . La intensidad de un pico NOESY es proporcional a la distancia elevada a menos sexta potencia, por lo que la distancia se determina según la intensidad del pico. La relación intensidad-distancia no es exacta, por lo que normalmente se utiliza un rango de distancia.
Es de gran importancia asignar los picos NOESY a los núcleos correctos en función de los cambios químicos. Si esta tarea se realiza manualmente suele ser muy laboriosa, ya que las proteínas suelen tener miles de picos NOESY. Algunos programas informáticos como PASD [9] [10] / XPLOR-NIH , [11] [12] UNIO, [13] CYANA , [14] ARIA [15] / CNS , [16] y AUDANA [17] /PONDEROSA -C/S [18] en la plataforma Integrative NMR [19] realiza esta tarea automáticamente en listados preprocesados manualmente de posiciones de picos y volúmenes de picos, acoplados a un cálculo de estructura. Hasta ahora, el acceso directo a los datos NOESY sin procesar sin la engorrosa necesidad de listas de picos refinadas iterativamente solo se otorga mediante el algoritmo PASD [10] implementado en XPLOR-NIH , [11] el enfoque ATNOS/CANDID implementado en el paquete de software UNIO, [ 13] y el PONDEROSA-C/S y, por lo tanto, garantiza un análisis espectral NOESY objetivo y eficiente.
Para obtener asignaciones lo más precisas posible, es una gran ventaja tener acceso a los experimentos NOESY de carbono-13 y nitrógeno-15, ya que ayudan a resolver la superposición en la dimensión del protón. Esto conduce a asignaciones más rápidas y fiables y, a su vez, a mejores estructuras.
Además de las restricciones de distancia, se pueden generar restricciones en los ángulos de torsión de los enlaces químicos, típicamente los ángulos psi y phi . Un método consiste en utilizar la ecuación de Karplus para generar restricciones angulares a partir de constantes de acoplamiento . Otro enfoque utiliza los cambios químicos para generar restricciones de ángulo. Ambos métodos utilizan el hecho de que la geometría alrededor del carbono alfa afecta las constantes de acoplamiento y los desplazamientos químicos, por lo que dadas las constantes de acoplamiento o los desplazamientos químicos, se puede hacer una suposición calificada sobre los ángulos de torsión.
Las moléculas de analito en una muestra se pueden ordenar parcialmente con respecto al campo magnético externo del espectrómetro manipulando las condiciones de la muestra. Las técnicas comunes incluyen la adición de bacteriófagos o bicelas a la muestra, o la preparación de la muestra en un gel de poliacrilamida estirado . Esto crea un entorno local que favorece ciertas orientaciones de moléculas no esféricas. Normalmente, en la RMN en solución, los acoplamientos dipolares entre núcleos se promedian debido a la rápida rotación de la molécula. La ligera superpoblación de una orientación significa que aún queda por observar un acoplamiento dipolar residual . El acoplamiento dipolar se usa comúnmente en RMN de estado sólido y proporciona información sobre la orientación relativa de los vectores de enlace con respecto a un único marco de referencia global. Normalmente, la orientación del vector NH se prueba en un experimento similar a HSQC. Inicialmente, se utilizaron acoplamientos dipolares residuales para refinar estructuras previamente determinadas, pero también se han realizado intentos de determinación de estructuras de novo. [20]
La espectroscopia de RMN es específica del núcleo. Por tanto, puede distinguir entre hidrógeno y deuterio. Los protones de amida en la proteína se intercambian fácilmente con el disolvente y, si el disolvente contiene un isótopo diferente, normalmente deuterio , la reacción se puede controlar mediante espectroscopia de RMN. La rapidez con la que se intercambia una amida determinada refleja su accesibilidad al disolvente. Por lo tanto, los tipos de intercambio de amida pueden brindar información sobre qué partes de la proteína están enterradas, unidas por enlaces de hidrógeno, etc. Una aplicación común es comparar el intercambio de una forma libre versus un complejo. Se supone que las amidas que quedan protegidas en el complejo están en la interfaz de interacción.
Las restricciones determinadas experimentalmente se pueden utilizar como entrada para el proceso de cálculo de la estructura. Los investigadores, utilizando programas informáticos como XPLOR-NIH , [11] CYANA , GeNMR o RosettaNMR [21] intentan satisfacer tantas restricciones como sea posible, además de las propiedades generales de las proteínas, como las longitudes y los ángulos de los enlaces. Los algoritmos convierten las restricciones y las propiedades generales de las proteínas en términos de energía y luego intentan minimizar esta energía. El proceso da como resultado un conjunto de estructuras que, si los datos fueran suficientes para dictar un determinado pliegue, convergerán.
El conjunto de estructuras obtenido es un "modelo experimental", es decir, una representación de cierto tipo de datos experimentales. Reconocer este hecho es importante porque significa que el modelo podría ser una buena o mala representación de esos datos experimentales. [22] En general, la calidad de un modelo dependerá tanto de la cantidad como de la calidad de los datos experimentales utilizados para generarlo y de la correcta interpretación de dichos datos.
Es importante recordar que cada experimento tiene errores asociados. Los errores aleatorios afectarán la reproducibilidad y precisión de las estructuras resultantes. Si los errores son sistemáticos, la precisión del modelo se verá afectada. La precisión indica el grado de reproducibilidad de la medición y, a menudo, se expresa como la varianza del conjunto de datos medidos en las mismas condiciones. La precisión, sin embargo, indica el grado en que una medición se acerca a su valor "verdadero".
Idealmente, un modelo de una proteína será más preciso cuanto más se ajuste a la molécula real que la representa y será más preciso cuanto haya menos incertidumbre sobre las posiciones de sus átomos. En la práctica no existe una "molécula estándar" con la que comparar modelos de proteínas, por lo que la precisión de un modelo viene dada por el grado de concordancia entre el modelo y un conjunto de datos experimentales. Históricamente, las estructuras determinadas por RMN han sido, en general, de menor calidad que las determinadas por difracción de rayos X. Esto se debe, en parte, a la menor cantidad de información contenida en los datos obtenidos por RMN. Debido a este hecho, se ha convertido en una práctica común establecer la calidad de los conjuntos de RMN, comparándolos con la conformación única determinada por difracción de rayos X, para la misma proteína. Sin embargo, la estructura de difracción de rayos X puede no existir y, dado que las proteínas en solución son moléculas flexibles, una proteína representada por una estructura única puede llevar a subestimar la variación intrínseca de las posiciones atómicas de una proteína. Un conjunto de conformaciones, determinadas por RMN o cristalografía de rayos X, puede ser una mejor representación de los datos experimentales de una proteína que una conformación única. [23]
La utilidad de un modelo estará dada, al menos en parte, por el grado de exactitud y precisión del mismo. Un modelo preciso con una precisión relativamente pobre podría ser útil para estudiar las relaciones evolutivas entre las estructuras de un conjunto de proteínas, mientras que el diseño racional de fármacos requiere modelos precisos y exactos. Un modelo que no sea exacto, independientemente del grado de precisión con el que se haya obtenido, no será de gran utilidad. [22] [24]
Dado que las estructuras de proteínas son modelos experimentales que pueden contener errores, es muy importante poder detectarlos. El proceso encaminado a la detección de errores se conoce como validación. Existen varios métodos para validar estructuras, algunos son estadísticos como PROCHECK y WHAT IF mientras que otros se basan en principios físicos como CheShift , o una mezcla de principios estadísticos y físicos PSVS.
Además de las estructuras, la resonancia magnética nuclear puede arrojar información sobre la dinámica de diversas partes de la proteína . Por lo general, esto implica medir tiempos de relajación como T 1 y T 2 para determinar parámetros de orden, tiempos de correlación y tasas de intercambio químico. La relajación de la RMN es consecuencia de los campos magnéticos fluctuantes locales dentro de una molécula. Los campos magnéticos fluctuantes locales son generados por movimientos moleculares. De esta manera, las mediciones de los tiempos de relajación pueden proporcionar información sobre los movimientos dentro de una molécula a nivel atómico. En los estudios de dinámica de proteínas por RMN, el isótopo nitrógeno-15 es el núcleo preferido para estudiar porque sus tiempos de relajación son relativamente simples de relacionar con los movimientos moleculares. Sin embargo, esto requiere el etiquetado isotópico de la proteína. Los tiempos de relajación T 1 y T 2 se pueden medir utilizando varios tipos de experimentos basados en HSQC . Los tipos de movimientos que se pueden detectar son movimientos que ocurren en una escala de tiempo que oscila entre aproximadamente 10 picosegundos y aproximadamente 10 nanosegundos. Además, también se pueden estudiar movimientos más lentos, que se producen en una escala de tiempo que oscila entre aproximadamente 10 microsegundos y 100 milisegundos. Sin embargo, dado que los átomos de nitrógeno se encuentran principalmente en la columna vertebral de una proteína, los resultados reflejan principalmente los movimientos de la columna vertebral, que es la parte más rígida de una molécula de proteína. Por tanto, los resultados obtenidos de las mediciones de relajación del nitrógeno-15 pueden no ser representativos de la proteína completa. Por lo tanto, recientemente se han desarrollado técnicas que utilizan mediciones de relajación del carbono 13 y el deuterio , lo que permite estudios sistemáticos de los movimientos de las cadenas laterales de aminoácidos en las proteínas. Un caso de estudio especial y desafiante sobre la dinámica y flexibilidad de péptidos y proteínas de longitud completa está representado por estructuras desordenadas. Hoy en día es un concepto aceptado que las proteínas pueden exhibir un comportamiento más flexible conocido como desorden o falta de estructura; sin embargo, es posible describir un conjunto de estructuras en lugar de una imagen estática que represente un estado completamente funcional de la proteína. En este campo se presentan muchos avances, en particular en términos de nuevas secuencias de pulsos, mejoras tecnológicas y una formación rigurosa de los investigadores en este campo.
Tradicionalmente, la espectroscopia de resonancia magnética nuclear se ha limitado a proteínas o dominios proteicos relativamente pequeños. Esto se debe en parte a problemas para resolver picos superpuestos en proteínas más grandes, pero esto se ha aliviado con la introducción del marcaje isotópico y experimentos multidimensionales. Otro problema más grave es el hecho de que en las proteínas grandes la magnetización se relaja más rápido, lo que significa que hay menos tiempo para detectar la señal. Esto, a su vez, hace que los picos se ensanchen y debiliten y, finalmente, desaparezcan. Se han introducido dos técnicas para atenuar la relajación: espectroscopia optimizada de relajación transversal (TROSY) [25] y deuteración [26] de proteínas. Mediante el uso de estas técnicas ha sido posible estudiar proteínas en complejo con la chaperona GroES - GroEL de 900 kDa . [27] [28]
La determinación de estructuras mediante RMN ha sido tradicionalmente un proceso que requiere mucho tiempo y requiere un análisis interactivo de los datos por parte de un científico altamente capacitado. Ha habido un interés considerable en automatizar el proceso para aumentar el rendimiento de la determinación de la estructura y hacer que la RMN de proteínas sea accesible para los no expertos (ver genómica estructural ). Los dos procesos involucrados que consumen más tiempo son la asignación de resonancia específica de secuencia (asignación de cadena principal y lateral) y las tareas de asignación de NOE. Se han publicado varios programas informáticos diferentes que se dirigen a partes individuales del proceso general de determinación de la estructura de RMN de forma automatizada. La mayor parte de los avances se han logrado en la tarea de asignación automatizada de NOE. Hasta ahora, solo se propusieron los enfoques FLYA y UNIO para realizar todo el proceso de determinación de la estructura de la proteína por RMN de forma automatizada sin ninguna intervención humana. [13] [14] Módulos en NMRFAM-SPARKY como APES (código de dos letras: ae), I-PINE/PINE-SPARKY (código de dos letras: ep; servidor web I-PINE) y PONDEROSA ( código de dos letras: c3, arriba; servidor web PONDEROSA) están integrados para ofrecer una automatización completa con capacidad de verificación visual en cada paso. [29] También se han realizado esfuerzos para estandarizar el protocolo de cálculo de la estructura para hacerlo más rápido y más susceptible de automatización. [30] Recientemente, se lanzó la suite POKY, la sucesora de los programas mencionados anteriormente, para proporcionar herramientas GUI modernas y funciones de IA/ML. [31]
{{cite book}}: |journal=ignorado ( ayuda )