stringtranslate.com

Fago lambda

Modelo estructural del bacteriófago Lambda con resolución atómica [1]

El fago enterobacteriano λ ( fago lambda , colifago λ , oficialmente virus Escherichia Lambda ) es un virus bacteriano, o bacteriófago , que infecta a la especie bacteriana Escherichia coli ( E. coli ). Fue descubierto por Esther Lederberg en 1950. [2] El tipo salvaje de este virus tiene un ciclo de vida templado que le permite residir dentro del genoma de su huésped a través de la lisogenia o entrar en una fase lítica , durante la cual mata y lisa la célula para producir descendencia. Las cepas Lambda, mutadas en sitios específicos, no pueden lisogenizar las células; en cambio, crecen y entran en el ciclo lítico después de superinfectar una célula ya lisogenizada. [3]

La partícula del fago consta de una cabeza (también conocida como cápside ) , [4] una cola y fibras de la cola (ver la imagen del virus a continuación). La cabeza contiene el genoma de ADN lineal de doble cadena del fago . Durante las infecciones, la partícula del fago reconoce y se une a su anfitrión, E. coli , lo que hace que el ADN en la cabeza del fago sea expulsado a través de la cola hacia el citoplasma de la célula bacteriana. Por lo general, se produce un " ciclo lítico ", donde el ADN lambda se replica y se producen nuevas partículas de fago dentro de la célula. A esto le sigue la lisis celular , liberando el contenido celular, incluidos los viriones que se han ensamblado, al medio ambiente. Sin embargo, bajo ciertas condiciones, el ADN del fago puede integrarse en el cromosoma de la célula huésped en la vía lisogénica . En este estado, el ADN λ se llama profago y permanece residente dentro del genoma del huésped sin daño aparente para el huésped. El huésped se denomina lisógeno cuando hay un profago presente. Este profago puede entrar en el ciclo lítico cuando el lisógeno entra en una condición de estrés.

Anatomía

El virión del bacteriófago lambda
Esquema del virión del bacteriófago lambda. Se muestran los nombres de las proteínas y sus números de copias en la partícula del virión. La presencia de las proteínas L y M en el virión aún no está clara. [5]

La partícula viral consta de una cabeza y una cola que puede tener fibras en la cola. La partícula completa consta de 12 a 14 proteínas diferentes con más de 1000 moléculas de proteína en total y una molécula de ADN ubicada en la cabeza del fago. Sin embargo, aún no está completamente claro si las proteínas L y M son parte del virión. [5] Todos los fagos lambdoides caracterizados poseen un mecanismo de antiterminación de la transcripción mediado por la proteína N, con la excepción del fago HK022. [6]

Disposición lineal del genoma del fago lambda con los principales operones, regiones promotoras y genes codificantes de la cápside. [5]

El genoma contiene 48.502 [7] pares de bases de ADN lineal de doble cadena, con segmentos monocatenarios de 12 bases en ambos extremos 5'. [8] Estos dos segmentos monocatenarios son los "extremos pegajosos" de lo que se denomina el sitio cos . El sitio cos hace circular el ADN en el citoplasma del huésped. En su forma circular, el genoma del fago, por lo tanto, tiene una longitud de 48.502 pares de bases. [8] El genoma lambda se puede insertar en el cromosoma de E. coli y luego se lo denomina profago. Consulte la sección a continuación para obtener más detalles.

La cola de los fagos lambda está formada por al menos 6 proteínas (H, J, U, V, Stf, Tfa) y requiere 7 más para su ensamblaje (I, K, L, M, Z, G/T). Este proceso de ensamblaje comienza con la proteína J, que luego recluta las proteínas I, L, K y G/T para agregar la proteína H. Una vez que G y G/T abandonan el complejo, la proteína V puede ensamblarse en el andamiaje J/H. Luego, la proteína U se agrega al extremo proximal de la cabeza de la cola. La proteína Z puede conectar la cola a la cabeza. La proteína H se escinde debido a las acciones de las proteínas U y Z. [5]

Ciclo vital

Infección

Interacción de la proteína J del fago Lambda con la porina LamB

El fago lambda es un fago con cola no contráctil, lo que significa que durante un evento infeccioso no puede "forzar" su ADN a atravesar la membrana celular bacteriana. En cambio, debe utilizar una vía existente para invadir la célula huésped, ya que ha desarrollado la punta de su cola para interactuar con un poro específico y permitir la entrada de su ADN al huésped.

  1. El bacteriófago Lambda se une a una célula de E. coli por medio de su proteína J en la punta de la cola. La proteína J interactúa con la porina de la membrana externa de maltosa (el producto del gen lamB ) de E. coli , [9] una molécula de porina, que forma parte del operón maltosa .
  2. El genoma del fago lineal se inyecta a través de la membrana externa.
  3. El ADN pasa a través del complejo de permeasa de manosa en la membrana interna [10] [11] (codificado por los genes manXYZ) e inmediatamente se circulariza utilizando los sitios cos , "extremos pegajosos" cohesivos ricos en GC de 12 bases. Los extremos del ADN viral monocatenario son ligados por la ligasa del ADN del huésped . No se aprecia generalmente que los extremos cohesivos lambda de 12 pb fueron el tema de la primera secuenciación directa de nucleótidos de un ADN biológico. [6]
Inyección de ADN del fago lambda en la membrana celular utilizando la permeasa PTS de manosa (un sistema de transporte de azúcar) como mecanismo de entrada al citoplasma
  1. La ADN girasa del huésped coloca superenrollamientos negativos en el cromosoma circular, lo que hace que las regiones ricas en AT se desenrollen e impulsen la transcripción.
  2. La transcripción comienza a partir de los promotores constitutivos P L , P R y P R' que producen las transcripciones "tempranas inmediatas". Al principio, estas expresan los genes N y cro , produciendo N, Cro y una proteína inactiva corta.
Eventos de activación temprana que involucran la proteína N
  1. Cro se une a OR3 , impidiendo el acceso al promotor P RM , lo que impide la expresión del gen cI . N se une a los dos sitios Nut (utilización de N), uno en el gen N en el marco de lectura P L y uno en el gen cro en el marco de lectura P R.
  2. La proteína N es un antiterminador y funciona al activar la ARN polimerasa transcriptora en sitios específicos del ARNm recién transcrito. Cuando la ARN polimerasa transcribe estas regiones, recluta a N y forma un complejo con varias proteínas Nus del huésped. Este complejo se salta la mayoría de las secuencias de terminación. Las transcripciones extendidas (las transcripciones "tempranas tardías") incluyen los genes N y cro junto con los genes cII y cIII , y los genes xis , int , O , P y Q , que se analizan más adelante.
  3. La proteína cIII actúa para proteger a la proteína cII de la proteólisis por FtsH (una proteasa esencial de E. coli unida a la membrana ) actuando como un inhibidor competitivo. Esta inhibición puede inducir un estado bacteriostático , que favorece la lisogenia. La cIII también estabiliza directamente la proteína cII. [12]

En la infección inicial, la estabilidad de la cII determina el estilo de vida del fago; la cII estable conducirá a la vía lisogénica, mientras que si la cII se degrada, el fago entrará en la vía lítica. Se sabe que la baja temperatura, la inanición de las células y una alta multiplicidad de infección (MOI) favorecen la lisogenia (véase el análisis posterior). [13]

N antiterminación

La antiterminación requiere el ensamblaje de un gran complejo de ribonucleoproteína para prolongar eficazmente el proceso de antiterminación; sin el complejo completo, la ARN polimerasa solo puede eludir un único terminador [14].

Esto ocurre sin que la proteína N interactúe con el ADN; en cambio, la proteína se une al ARNm recién transcrito. Los sitios Nut contienen 3 "cajas" conservadas, de las cuales solo la caja B es esencial.

  1. Las secuencias de ARN de la proteína boxB se encuentran cerca del extremo 5' de las transcripciones pL y pR. Cuando se transcriben, cada secuencia forma una estructura en forma de horquilla a la que se puede unir la proteína N.
  2. La proteína N se une a la proteína boxB en cada transcripción y entra en contacto con la ARN polimerasa que la transcribe a través de un bucle de ARN. El complejo N-RNAP se estabiliza mediante la unión posterior de varias proteínas Nus (sustancia de utilización de N) del huésped (que incluyen factores de terminación/antiterminación de la transcripción y, curiosamente, una subunidad de ribosoma).
  3. Todo el complejo (incluido el sitio Nut unido al ARNm) continúa la transcripción y puede saltar secuencias de terminación.

Ciclo de vida lítico

Placas de lisis del fago lambda en la bacteria E. coli

Este es el ciclo de vida que sigue el fago después de la mayoría de las infecciones, donde la proteína cII no alcanza una concentración suficientemente alta debido a la degradación, por lo que no activa a sus promotores. [ cita requerida ]

  1. Las transcripciones 'late early' continúan escribiéndose, incluyendo xis , int , Q y genes para la replicación del genoma lambda ( OP ). Cro domina el sitio represor (ver sección "Represor"), reprimiendo la síntesis del promotor P RM (que es un promotor del ciclo lisogénico).
  2. Las proteínas O y P inician la replicación del cromosoma del fago (ver "Replicación lítica").
  3. Q, otro antiterminador , se une a los sitios Qut .
  4. La transcripción del promotor P R' ahora puede extenderse para producir ARNm para la lisis y las proteínas de cabeza y cola.
  5. Las proteínas estructurales y los genomas de los fagos se autoensamblan en nuevas partículas de fagos.
  6. Los productos de los genes S , R , Rz y Rz1 causan la lisis celular. S es una holina , una pequeña proteína de membrana que, en un momento determinado por la secuencia de la proteína, de repente hace agujeros en la membrana. R es una endolisina , una enzima que escapa a través de los agujeros de S y escinde la pared celular. Rz y Rz1 son proteínas de membrana que forman un complejo que de alguna manera destruye la membrana externa, después de que la endolisina haya degradado la pared celular. Para lambda de tipo salvaje, la lisis ocurre aproximadamente 50 minutos después del inicio de la infección y libera alrededor de 100 viriones.

Transcripción hacia la derecha

La transcripción hacia la derecha expresa los genes O , P y Q. O y P son responsables de iniciar la replicación, y Q es otro antiterminador que permite la expresión de los genes de cabeza, cola y lisis de P R' . [6]

Pr es el promotor de la transcripción hacia la derecha y el gen cro es un gen regulador. El gen cro codificará la proteína Cro que luego reprimirá el promotor Prm. Una vez que la transcripción Pr está en marcha, el gen Q se transcribirá en el extremo más alejado del operón para la transcripción hacia la derecha. El gen Q es un gen regulador que se encuentra en este operón, que controlará la expresión de genes posteriores para la transcripción hacia la derecha. Una vez que las proteínas reguladoras del gen permiten la expresión, la proteína Q actuará como un antiterminador. Esto permitirá que el resto del operón se lea hasta que alcance el terminador de la transcripción. Permitiendo así la expresión de genes posteriores en el operón y conduciendo a la expresión del ciclo lítico. [15]

Se ha descubierto que el promotor Pr activa el origen en el uso de la transcripción hacia la derecha, pero todavía no se entiende bien el panorama completo de esto. Hay algunas salvedades al respecto, por ejemplo, este proceso es diferente para otros fagos, como el fago N15, que puede codificar la ADN polimerasa. Otro ejemplo es que el fago P22 puede reemplazar el gen p, que codifica una proteína de replicación esencial, por algo que es capaz de codificar hélices DnaB. [6]

Replicación lítica

  1. Durante los primeros ciclos de replicación, el genoma lambda experimenta una replicación θ (de círculo a círculo).
  2. Esto se inicia en el sitio ori ubicado en el gen O. La proteína O se une al sitio ori y la proteína P se une a la subunidad DnaB de la maquinaria de replicación del huésped, además de unirse a O. Esto controla eficazmente la ADN polimerasa del huésped.
  3. Pronto, el fago cambia a una replicación de círculo rodante similar a la utilizada por el fago M13. El ADN se corta y el extremo 3' sirve como cebador. Tenga en cuenta que esto no libera copias individuales del genoma del fago, sino una molécula larga con muchas copias del genoma: un concatémero .
  4. Estos concatémeros se escinden en sus sitios cos a medida que se empaquetan. El empaquetamiento no puede ocurrir a partir del ADN de fago circular, solo a partir del ADN concatémero.

Q antiterminación

La proteína Q modifica la ARN polimerasa en la región promotora y es reclutada por la ARN polimerasa. La proteína Q se convierte en una subunidad de la ARN polimerasa después de ser reclutada por la ARN polimerasa y modifica la enzima a un estado procesivo. Nótese que NusA puede estimular la actividad de la proteína Q. [14]

Q es similar a N en su efecto: Q se une a la ARN polimerasa en los sitios Qut y el complejo resultante puede ignorar los terminadores, sin embargo el mecanismo es muy diferente; la proteína Q primero se asocia con una secuencia de ADN en lugar de una secuencia de ARNm. [16]

  1. El sitio Qut está muy cerca del promotor P R' , lo suficientemente cerca como para que el factor σ no haya sido liberado de la holoenzima ARN polimerasa. Parte del sitio Qut se parece a la caja Pribnow -10 , lo que hace que la holoenzima se detenga.
  2. Luego, la proteína Q se une y desplaza parte del factor σ y se reinicia la transcripción.
  3. Los genes de la cabeza y la cola se transcriben y las proteínas correspondientes se autoensamblan.

Transcripción hacia la izquierda

Diagrama que muestra el proceso de retroregulación que produce una mayor concentración de xis en comparación con int. La transcripción de ARNm es digerida por la ARNasa bacteriana a partir del bucle de horquilla escindido en sib.

La transcripción hacia la izquierda expresa los genes gam, xis , bar e int . [6] Las proteínas Gam están involucradas en la recombinación. Gam también es importante porque inhibe a la nucleasa RecBCD del huésped de degradar los extremos 3' en la replicación en círculo rodante. Int y xis son proteínas de integración y escisión vitales para la lisogenia. [ cita requerida ]

Proceso de transcripción hacia la izquierda
  1. El fago lambda inserta un cromosoma en el citoplasma de la célula bacteriana huésped.
  2. El cromosoma del fago se inserta en el cromosoma bacteriano huésped a través de la ADN ligasa.
  3. La transcripción del cromosoma del fago avanza hacia la izquierda cuando la ARN polimerasa del huésped se une al sitio promotor p L, lo que da como resultado la traducción del gen N.
    1. El gen N actúa como un gen regulador que hace que la ARN polimerasa sea incapaz de reconocer los sitios de terminación de la traducción. [17]
Mutaciones de transcripción hacia la izquierda

Se cree que la transcripción hacia la izquierda da como resultado una mutación por deleción del gen rap que provoca la falta de crecimiento del fago lambda. Esto se debe a que la ARN polimerasa se une al sitio promotor pL en lugar del sitio promotor pR. La transcripción hacia la izquierda da como resultado la transcripción bar I y bar II en el operón izquierdo. El fenotipo bar positivo está presente cuando el gen rap está ausente. Se cree que la falta de crecimiento del fago lambda se produce debido a una sensibilidad a la temperatura que provoca la inhibición del crecimiento. [18]

xis e int regulación de inserción y escisión
  1. Xis e int se encuentran en el mismo fragmento de ARNm, por lo que se producen concentraciones aproximadamente iguales de proteínas xis e int . Esto da como resultado (inicialmente) la escisión de cualquier genoma insertado del genoma del huésped.
  2. El ARNm del promotor P L forma una estructura secundaria estable con un tallo-bucle en la sección sib del ARNm. Esto dirige el extremo 3' ( sib ) del ARNm para la degradación por la ARNasa III, lo que da como resultado una concentración efectiva menor de ARNm int que de ARNm xis (ya que el cistrón int está más cerca de la secuencia sib que el cistrón xis de la secuencia sib ), por lo que se observa una concentración mayor de xis que de int .
  3. Concentraciones más altas de xis que de int dan como resultado que no haya inserción o escisión de genomas de fagos, la acción favorecida evolutivamente: dejar insertados todos los genomas de fagos previamente insertados (lo que reduce la competencia) y evitar la inserción del genoma del fago en el genoma de un huésped condenado.

Ciclo de vida lisogénico (o lisenogénico)

El ciclo de vida lisogénico comienza una vez que la proteína cI alcanza una concentración lo suficientemente alta como para activar sus promotores, después de una pequeña cantidad de infecciones.

  1. Las transcripciones 'tempranas tardías' continúan escribiéndose, incluyendo xis , int , Q y los genes para la replicación del genoma lambda.
  2. El cII estabilizado actúa para promover la transcripción de los promotores P RE , P I y P antiq .
  3. El promotor P antiq produce ARNm antisentido para el mensaje del gen Q del transcrito del promotor P R , desactivando así la producción de Q. El promotor P RE produce ARNm antisentido para la sección cro del transcrito del promotor P R , desactivando la producción de cro, y tiene un transcrito del gen cI . Este se expresa, activando la producción del represor cI. El promotor P I expresa el gen int , lo que da como resultado altas concentraciones de proteína Int. Esta proteína int integra el ADN del fago en el cromosoma del huésped (ver "Integración del profago").
  4. La ausencia de Q no da como resultado la extensión del marco de lectura del promotor P R' , por lo que no se producen proteínas líticas ni estructurales. Los niveles elevados de int (mucho más altos que los de xis) dan como resultado la inserción del genoma lambda en el genoma del huésped (ver diagrama). La producción de cI conduce a la unión de cI a los sitios OR1 y OR2 en el promotor P R , desactivando la expresión de cro y otros genes tempranos. cI también se une al promotor P L , desactivando allí también la transcripción.
  5. La falta de cro deja el sitio OR3 sin unir, por lo que puede ocurrir la transcripción del promotor P RM , manteniendo los niveles de cI.
  6. La falta de transcripción de los promotores P L y P R conduce a la no producción adicional de cII y cIII.
  7. A medida que disminuyen las concentraciones de cII y cIII, la transcripción de P antiq , P RE y P I deja de promoverse ya que ya no son necesarias.
  8. Sólo los promotores P RM y P R' permanecen activos, el primero produce la proteína cI y el segundo una transcripción corta inactiva. El genoma permanece insertado en el genoma del huésped en un estado latente.

El profago se duplica con cada división celular posterior del huésped. Los genes del fago expresados ​​en este estado latente codifican proteínas que reprimen la expresión de otros genes del fago (como los genes estructurales y de lisis) para evitar la entrada en el ciclo lítico. Estas proteínas represivas se descomponen cuando la célula huésped está bajo estrés, lo que da como resultado la expresión de los genes del fago reprimidos. El estrés puede deberse a la inanición , venenos (como los antibióticos ) u otros factores que pueden dañar o destruir al huésped. En respuesta al estrés, el profago activado es extirpado del ADN de la célula huésped por uno de los productos genéticos recién expresados ​​y entra en su vía lítica.

Integración de profagos

La integración del fago λ tiene lugar en un sitio de unión especial en los genomas bacteriano y fágico, llamado att λ . La secuencia del sitio att bacteriano se llama attB , entre los operones gal y bio , y consta de las partes BOB', mientras que la secuencia complementaria en el genoma circular del fago se llama attP y consta de las partes POP'. La integración en sí es un intercambio secuencial (ver recombinación genética ) a través de una unión de Holliday y requiere tanto la proteína del fago Int como la proteína bacteriana IHF ( factor de integración del huésped ). Tanto Int como IHF se unen a attP y forman un intasoma, un complejo de proteína-ADN diseñado para la recombinación específica del sitio del fago y el ADN del huésped. La secuencia original BOB' se cambia por la integración a BOP'-ADN del fago-POB'. El ADN del fago ahora es parte del genoma del huésped. [19]

Mantenimiento de la lisogenia

Una representación simplificada del paradigma de integración/escisión y los principales genes involucrados.
Los represores de lisógeno y la polimerasa se unen a OR1 y reclutan OR2, que activará PRM y apagará PR.

Inducción

Estado transcripcional de las regiones promotoras P RM y P R durante un estado lisogénico vs un estado lítico temprano inducido.

La inducción clásica de un lisógeno implicaba irradiar las células infectadas con luz ultravioleta. Cualquier situación en la que un lisógeno sufra daños en el ADN o en la que se estimule de algún modo la respuesta SOS del huésped conduce a la inducción.

  1. La célula huésped, que contiene un genoma de fago latente, experimenta daños en el ADN debido a un entorno de alto estrés y comienza a experimentar la respuesta SOS .
  2. RecA (una proteína celular) detecta daños en el ADN y se activa. Ahora es RecA*, una coproteasa altamente específica.
  3. Normalmente, RecA* se une a LexA (un represor de la transcripción ), lo que activa la actividad de la autoproteasa LexA, que destruye el represor LexA y permite la producción de proteínas reparadoras del ADN . En las células lisogénicas, esta respuesta se ve secuestrada y RecA* estimula la autoescisión de cI. Esto se debe a que cI imita la estructura de LexA en el sitio de autoescisión.
  4. El cI escindido ya no puede dimerizarse y pierde su afinidad por la unión al ADN.
  5. Los promotores PR y PL ya no están reprimidos y se activan, y la célula vuelve a la secuencia lítica de eventos de expresión ( nótese que cII no es estable en células que experimentan la respuesta SOS). Sin embargo, hay una diferencia notable.
Función de LexA en la respuesta SOS. La expresión de LexA conduce a la inhibición de varios genes, incluido LexA.

Control de la escisión del genoma del fago en la inducción

  1. El genoma del fago todavía está insertado en el genoma del huésped y necesita ser escindido para que se produzca la replicación del ADN. Sin embargo, la sección sib que se encuentra más allá de la transcripción del promotor PL normal ya no está incluida en este marco de lectura (ver diagrama).
  2. La ausencia de un dominio sib en el ARNm del promotor P L da como resultado que no haya un bucle de horquilla en el extremo 3' y la transcripción ya no es objeto de degradación por la ARNasa III.
  3. La nueva transcripción intacta tiene una copia de xis e int , por lo que se producen concentraciones aproximadamente iguales de proteínas xis e int.
  4. Concentraciones iguales de xis e int dan como resultado la escisión del genoma insertado del genoma huésped para la replicación y posterior producción de fagos.

Reactivación de multiplicidad y reactivación de profagos

La reactivación por multiplicidad (MR) es el proceso por el cual múltiples genomas virales, cada uno con daño genómico inactivante, interactúan dentro de una célula infectada para formar un genoma viral viable. La MR se descubrió originalmente con el fago T4, pero posteriormente se encontró en el fago λ (así como en numerosos otros virus bacterianos y de mamíferos [20] ). La MR del fago λ inactivado por luz UV depende de la función de recombinación del huésped o del fago infectante. [21] La ausencia de ambos sistemas de recombinación conduce a una pérdida de MR.

La supervivencia del fago λ irradiado con UV aumenta cuando el huésped E. coli es lisogénico para un profago homólogo, un fenómeno denominado reactivación del profago. [22] La reactivación del profago en el fago λ parece ocurrir mediante un proceso de reparación recombinacional similar al de MR.

Represor

Interacciones proteicas que conducen a ciclos líticos o lisogénicos para el fago Lambda

El represor que se encuentra en el fago lambda es un ejemplo notable del nivel de control posible sobre la expresión génica mediante un sistema muy simple. Forma un "interruptor binario" con dos genes bajo expresión mutuamente excluyente, como descubrió Barbara J. Meyer . [23]

Representación visual de la unión del tetrámero/octámero represor a los sitios operadores L y R del fago lambda (estado lisogénico estable)

El sistema del gen represor lambda consta de (de izquierda a derecha en el cromosoma):

El represor lambda es un dímero autoensamblable también conocido como proteína cI . [24] Se une al ADN en el motivo de unión hélice-giro-hélice. Regula la transcripción de la proteína cI y la proteína Cro.

El ciclo de vida de los fagos lambda está controlado por las proteínas cI y Cro. El fago lambda permanecerá en estado lisogénico si predominan las proteínas cI, pero se transformará en ciclo lítico si predominan las proteínas cro.

El dímero cI puede unirse a cualquiera de los tres operadores, O R 1, O R 2 y O R 3, en el orden O R 1 > O R 2 > O R 3. La unión de un dímero cI a O R 1 mejora la unión de un segundo dímero cI a O R 2, un efecto llamado cooperatividad . Por lo tanto, O R 1 y O R 2 casi siempre están ocupados simultáneamente por cI. Sin embargo, esto no aumenta la afinidad entre cI y O R 3, que estará ocupado solo cuando la concentración de cI sea alta.

En altas concentraciones de cI, los dímeros también se unirán a los operadores O L 1 y O L 2 (que están a más de 2 kb aguas abajo de los operadores R). Cuando los dímeros de cI se unen a O L 1, O L 2, O R 1 y O R 2, se induce un bucle en el ADN, lo que permite que estos dímeros se unan para formar un octámero. Este es un fenómeno llamado cooperatividad de largo alcance . Tras la formación del octámero, los dímeros de cI pueden unirse cooperativamente a O L 3 y O R 3, reprimiendo la transcripción de cI. Esta regulación autonegativa asegura una concentración mínima estable de la molécula represora y, si surgen señales SOS, permite una inducción de profagos más eficiente. [25]

Descripción general de la función de las proteínas

Lítico vs. lisogénico

Diagrama del ciclo de vida del fago templado, que muestra los ciclos lítico y lisogénico.

Una distinción importante aquí es la que existe entre las dos decisiones: lisogenia y lisis en el momento de la infección, y lisogenia continua o lisis a partir de un profago. La última está determinada únicamente por la activación de RecA en la respuesta SOS de la célula, como se detalla en la sección sobre inducción. La primera también se verá afectada por esto; una célula que experimenta una respuesta SOS siempre será lisada, ya que no se permitirá que se acumule ninguna proteína cI. Sin embargo, la decisión lítica/lisogénica inicial en el momento de la infección también depende de las proteínas cII y cIII.

En las células con suficientes nutrientes, la actividad de la proteasa es alta, lo que descompone el cII. Esto conduce al estilo de vida lítico. En las células con nutrientes limitados, la actividad de la proteasa es baja, lo que hace que el cII sea estable. Esto conduce al estilo de vida lisogénico. El cIII parece estabilizar al cII, tanto directamente como actuando como un inhibidor competitivo de las proteasas relevantes. Esto significa que una célula "en problemas", es decir, carente de nutrientes y en un estado más inactivo, tiene más probabilidades de lisogenizarse. Esto sería seleccionado porque el fago ahora puede permanecer inactivo en la bacteria hasta que lleguen tiempos mejores, y así el fago puede crear más copias de sí mismo con los recursos adicionales disponibles y con la proximidad más probable de más células infectables.

Aún queda por desarrollar un modelo biofísico completo para la decisión de lisis-lisogenia de lambda. El modelado y la simulación por computadora sugieren que los procesos aleatorios durante la infección impulsan la selección de lisis o lisogenia dentro de las células individuales. [26] Sin embargo, experimentos recientes sugieren que las diferencias físicas entre las células, que existen antes de la infección, predeterminan si una célula se lisará o se convertirá en un lisógeno. [27]

Como herramienta genética

El fago lambda se ha utilizado ampliamente como organismo modelo y ha sido una excelente herramienta primero en genética microbiana y luego en genética molecular . [28] Algunos de sus usos incluyen su aplicación como vector para la clonación de ADN recombinante ; el uso de su recombinasa específica de sitio (int) para la mezcla de ADN clonado por el método de entrada ; [29] y la aplicación de su operón Red , incluidas las proteínas Red alfa (también llamada 'exo'), beta y gamma en el método de ingeniería de ADN llamado recombinación . El fragmento de ADN de 48 kb del fago lambda no es esencial para una infección productiva y puede ser reemplazado por ADN extraño, [30] que luego puede ser replicado por el fago. El fago lambda ingresará a las bacterias más fácilmente que los plásmidos, lo que lo convierte en un vector útil que puede destruir o convertirse en parte del ADN del huésped. [31] El fago lambda también puede manipularse y usarse como una vacuna contra el cáncer que se dirige a la aspartil (asparaginil) β-hidroxilasa humana (ASPH, HAAH), que ha demostrado ser beneficiosa en casos de carcinoma hepatocelular en ratones. [32] El fago lambda también ha sido de gran importancia en el estudio de la transducción especializada . [33]

Véase también

Referencias

  1. ^ Padilla-Sanchez V (16 de julio de 2021). "Modelo estructural del bacteriófago Lambda con resolución atómica". doi :10.5281/zenodo.5134493 . Consultado el 24 de julio de 2021 .
  2. ^ Lederberg E (enero de 1950). "Lisogenicidad en la cepa K-12 de Escherichia coli ". Boletín de Genética Microbiana . 1 : 5–8.; seguido por Lederberg EM, Lederberg J (enero de 1953). "Estudios genéticos de la lisogenicidad en Escherichia coli". Genética . 38 (1): 51–64. doi :10.1093/genetics/38.1.51. PMC 1209586 . PMID  17247421. 
  3. ^ Griffiths A, Miller J, Suzuki D, Lewontin R, Gelbart W (2000). Introducción al análisis genético (7.ª ed.). Nueva York: WH Freeman. ISBN 978-0-7167-3520-5. Recuperado el 19 de mayo de 2017 .
  4. ^ Wang C, Zeng J, Wang J (abril de 2022). "Base estructural de la maduración de la cápside del bacteriófago lambda". Estructura . 30 (4): 637–645.e3. doi : 10.1016/j.str.2021.12.009 . PMID  35026161. S2CID  245933331.
  5. ^ abcd Rajagopala SV, Casjens S, Uetz P (septiembre de 2011). "El mapa de interacción de proteínas del bacteriófago lambda". BMC Microbiology . 11 : 213. doi : 10.1186/1471-2180-11-213 . PMC 3224144 . PMID  21943085. 
  6. ^ abcde Casjens SR, Hendrix RW (mayo de 2015). "Bacteriófago lambda: pionero y aún relevante". Virology . 479–480: 310–330. doi :10.1016/j.virol.2015.02.010. PMC 4424060 . PMID  25742714. 
  7. ^ "Fago Lambda de Escherichia, genoma completo". 6 de enero de 2020.
  8. ^ ab Campbell AM (1996). "Bacteriófagos". En Neidhardt FC, Curtiss R (eds.).Escherichia coli y Salmonella typhimurium : biología celular y molecular . Washington, DC: ASM Press. OCLC  1156862867.
  9. ^ Werts C, Michel V, Hofnung M, Charbit A (febrero de 1994). "Adsorción del bacteriófago lambda en la proteína LamB de Escherichia coli K-12: mutaciones puntuales en el gen J de lambda responsables de un rango de hospedadores extendido". Journal of Bacteriology . 176 (4): 941–947. doi :10.1128/jb.176.4.941-947.1994. PMC 205142 . PMID  8106335. 
  10. ^ Erni B, Zanolari B, Kocher HP (abril de 1987). "La permeasa de manosa de Escherichia coli consta de tres proteínas diferentes. Secuencia de aminoácidos y función en el transporte de azúcar, fosforilación de azúcar y penetración del ADN del fago lambda". The Journal of Biological Chemistry . 262 (11): 5238–5247. doi : 10.1016/S0021-9258(18)61180-9 . PMID  2951378.
  11. ^ Liu X, Zeng J, Huang K, Wang J (agosto de 2019). "Estructura del transportador de manosa del sistema de fosfotransferasa bacteriana". Cell Research . 29 (8): 680–682. doi :10.1038/s41422-019-0194-z. PMC 6796895 . PMID  31209249. 
  12. ^ Kobiler O, Rokney A, Oppenheim AB (abril de 2007). "Fago lambda CIII: un inhibidor de proteasa que regula la decisión de lisis-lisogenia". PLOS ONE . ​​2 (4): e363. Bibcode :2007PLoSO...2..363K. doi : 10.1371/journal.pone.0000363 . PMC 1838920 . PMID  17426811. 
  13. ^ Henkin, Tina M.; Peters, Joseph E. (2020). "Bacteriófagos y transducción". Genética molecular de bacterias de Snyder y Champness (quinta edición). Hoboken, NJ: John Wiley & Sons, Inc., págs. 293-294. ISBN 9781555819750.
  14. ^ ab Santangelo TJ, Artsimovitch I (mayo de 2011). "Terminación y antiterminación: la ARN polimerasa se salta una señal de stop". Nature Reviews. Microbiology . 9 (5): 319–329. doi :10.1038/nrmicro2560. PMC 3125153 . PMID  21478900. 
  15. ^ Thomason LC, Schiltz CJ, Court C, Hosford CJ, Adams MC, Chappie JS, Court DL (octubre de 2021). "Las funciones RexA y RexB del bacteriófago λ ayudan a la transición de la lisogenia al crecimiento lítico". Microbiología molecular . 116 (4): 1044–1063. doi :10.1111/mmi.14792. PMC 8541928 . PMID  34379857. 
  16. ^ Deighan P, Hochschild A (febrero de 2007). "La proteína anti-terminadora del bacteriófago lambdaQ regula la expresión tardía de genes como un componente estable del complejo de elongación de la transcripción". Microbiología molecular . 63 (3): 911–920. doi : 10.1111/j.1365-2958.2006.05563.x . PMID  17302807.
  17. ^ Brammar WJ, Hadfield C (noviembre de 1984). "Un programa para la construcción de un fago lambda". Journal of Embryology and Experimental Morphology . 83 (Supl): 75–88. PMID  6241940.
  18. ^ Guzmán P, Guarneros G (marzo de 1989). "Sitios genéticos de fagos implicados en la inhibición del crecimiento de lambda por el mutante rap de Escherichia coli". Genética . 121 (3): 401–409. doi :10.1093/genetics/121.3.401. PMC 1203628 . PMID  2523838. 
  19. ^ Groth AC, Calos MP (enero de 2004). "Integrasas de fagos: biología y aplicaciones". Journal of Molecular Biology . 335 (3): 667–678. doi :10.1016/j.jmb.2003.09.082. PMID  14687564.
  20. ^ Michod RE, Bernstein H, Nedelcu AM (mayo de 2008). "Valor adaptativo del sexo en patógenos microbianos". Infección, genética y evolución . 8 (3): 267–285. doi :10.1016/j.meegid.2008.01.002. PMID  18295550.
  21. ^ Huskey RJ (abril de 1969). "Reactivación de multiplicidad como prueba de la función de recombinación". Science . 164 (3877): 319–320. Bibcode :1969Sci...164..319H. doi :10.1126/science.164.3877.319. PMID  4887562. S2CID  27435591.
  22. ^ Blanco M, Devoret R (marzo de 1973). "Mecanismos de reparación implicados en la reactivación del profago y la reactivación UV del fago lambda irradiado con UV". Mutation Research . 17 (3): 293–305. doi :10.1016/0027-5107(73)90001-8. PMID  4688367.
  23. ^ "Barbara J. Meyer". HHMI Interactivo .
  24. ^ Burz DS, Beckett D, Benson N, Ackers GK (julio de 1994). "Autoensamblaje del represor cI del bacteriófago lambda: efectos de las mutaciones de un solo sitio en el equilibrio monómero-dímero". Bioquímica . 33 (28): 8399–8405. doi :10.1021/bi00194a003. PMID  8031775.
  25. ^ Ptashne M (2004). Un cambio genético: el fago lambda revisitado (3.ª ed.). Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press. pág. 112. ISBN 978-0-87969-716-7.
  26. ^ Arkin A, Ross J, McAdams HH (agosto de 1998). "Análisis cinético estocástico de la bifurcación de la vía de desarrollo en células de Escherichia coli infectadas con el fago lambda". Genética . 149 (4): 1633–1648. doi :10.1093/genetics/149.4.1633. PMC 1460268 . PMID  9691025. 
  27. ^ St-Pierre F, Endy D (diciembre de 2008). "Determinación de la selección del destino celular durante la infección por fago lambda". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 105 (52): 20705–20710. Bibcode :2008PNAS..10520705S. doi : 10.1073/pnas.0808831105 . PMC 2605630 . PMID  19098103. 
  28. ^ Pitre, Emmanuelle; te Velthuis, Aartjan JW (1 de enero de 2021), Cameron, Craig E.; Arnold, Jamie J.; Kaguni, Laurie S. (eds.), "Capítulo cuatro: comprensión de la replicación y transcripción viral mediante técnicas de molécula única", The Enzymes , Viral Replication Enzymes and their Inhibitors Part A, 49 , Academic Press: 83–113, doi :10.1016/bs.enz.2021.07.005, PMID  34696840, S2CID  239573473 , consultado el 28 de noviembre de 2023
  29. ^ Reece-Hoyes, John S.; Walhout, Albertha JM (1 de enero de 2018). "Clonación recombinacional Gateway". Protocolos de Cold Spring Harbor . 2018 (1): pdb.top094912. doi :10.1101/pdb.top094912. ISSN  1940-3402. PMC 5935001. PMID 29295908  . 
  30. ^ Feiss, Michael; Catalano, Carlos Enrique (2013), "La terminasa lambda del bacteriófago y el mecanismo de empaquetamiento del ADN viral", Madame Curie Bioscience Database [Internet] , Landes Bioscience , consultado el 28 de noviembre de 2023
  31. ^ Smith, George P. (1985). "Fago de fusión filamentoso: nuevos vectores de expresión que muestran antígenos clonados en la superficie del virión". Science . 228 (4705): 1315–1317. Bibcode :1985Sci...228.1315S. doi :10.1126/science.4001944. ISSN  0036-8075. JSTOR  1694587. PMID  4001944.
  32. ^ Iwagami, Yoshifumi; Casulli, Sarah; Nagaoka, Katsuya; Kim, Miran; Carlson, Rolf I.; Ogawa, Kosuke; Lebowitz, Michael S.; Fuller, Steve; Biswas, Biswajit; Stewart, Solomon; Dong, Xiaoqun; Ghanbari, Hossein; Wands, Jack R. (2017). "La vacuna basada en el fago lambda induce inmunidad antitumoral en el carcinoma hepatocelular". Heliyon . 3 (9): e00407. Bibcode :2017Heliy...300407I. doi : 10.1016/j.heliyon.2017.e00407 . PMC 5619992 . PMID  28971150. 
  33. ^ "7.14E: El bacteriófago Lambda como vector de clonación". Biology LibreTexts . 2017-05-17 . Consultado el 2023-11-28 .

Lectura adicional

Enlaces externos

Wikimedia Commons alberga una categoría multimedia sobre Fago lambda .
Wikispecies tiene información relacionada con los virus tipo Λ .