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Callo (biología celular)

El callo vegetal (en plural callos o callos ) es una masa creciente de células desorganizadas del parénquima vegetal. En las plantas vivas, las células del callo son aquellas células que cubren una herida de la planta. En la investigación biológica y la biotecnología, la formación de callos se induce a partir de muestras de tejido vegetal (explantos) después de la esterilización de la superficie y la siembra en un medio de cultivo de tejidos in vitro (en un recipiente de cultivo cerrado como una placa de Petri ). [1] El medio de cultivo se complementa con reguladores del crecimiento de las plantas , como auxina , citoquinina y giberelina , para iniciar la formación de callos o embriogénesis somática . La iniciación de callos se ha descrito para todos los grupos principales de plantas terrestres.

Células de parénquima de Nicotiana tabacum en cultivo

Inducción de callos y cultivo de tejidos

Células callosas que se forman durante un proceso llamado "inducción" en Pteris vittata

Se ha demostrado que las especies de plantas que representan a todos los principales grupos de plantas terrestres son capaces de producir callos en cultivos de tejidos. [2] [3] [4] [5] [6] [7 ] [8] [9] [10] [11] [12] Un cultivo de células de callo generalmente se mantiene en un medio de gel. El medio de inducción de callos consiste en agar y una mezcla de macronutrientes y micronutrientes para el tipo de célula dado. Hay varios tipos de mezclas de sales basales utilizadas en el cultivo de tejidos vegetales, pero los más notables son el medio modificado de Murashige y Skoog , [13] el medio de White, [14] y el medio de plantas leñosas. [15] También se proporcionan vitaminas, como las vitaminas Gamborg B5, [16] para mejorar el crecimiento. Para las células vegetales, el enriquecimiento con nitrógeno , fósforo y potasio es especialmente importante. El callo vegetal generalmente se deriva de tejidos somáticos . Los tejidos utilizados para iniciar la formación del callo dependen de la especie vegetal y de qué tejidos están disponibles para el cultivo de explantos . Las células que dan lugar a callos y embriones somáticos suelen sufrir una división rápida o están parcialmente indiferenciadas, como el tejido meristemático . Sin embargo, en la alfalfa ( Medicago truncatula ), los callos y embriones somáticos se derivan de células del mesófilo que sufren una desdiferenciación . [17] Las hormonas vegetales se utilizan para iniciar el crecimiento de los callos. Una vez formado el callo, la concentración de hormonas en el medio puede alterarse para cambiar el desarrollo del callo a la formación de raíces, el crecimiento de brotes o la embriogénesis somática. A continuación, el tejido del callo sufre un mayor crecimiento y diferenciación celular, formando los respectivos primordios de órganos. Los órganos completamente desarrollados pueden utilizarse entonces para la regeneración de nuevas plantas maduras.

Callo inducido a partir de gametofitos de Pteris vittata .

Morfología

Las proporciones específicas de auxina a citoquinina en el medio de cultivo de tejidos vegetales dan lugar a una masa desorganizada de células callosas en crecimiento y división. Los cultivos de callos a menudo se clasifican ampliamente como compactos o friables. Los callos compactos son típicamente verdes y resistentes, mientras que los callos friables son de color blanco a amarillo cremoso, se deshacen fácilmente y se pueden usar para generar cultivos de suspensión celular y embriones somáticos. En el maíz , estos dos tipos de callos se designan como tipo I (compacto) y tipo II (friable). [18] Los callos pueden experimentar directamente organogénesis y/o embriogénesis donde las células formarán una planta completamente nueva.

Muerte de células callosas

Los callos pueden adquirir un color marrón y morir durante el cultivo, principalmente debido a la oxidación de compuestos fenólicos . En las células de callo de Jatropha curcas , las células callosas pequeñas y organizadas se desorganizaron y variaron de tamaño después de que se produjo el oscurecimiento. [19] El oscurecimiento también se ha asociado con la oxidación y los compuestos fenólicos tanto en los tejidos de explantos como en las secreciones de explantos. [20] En el arroz, presumiblemente, una condición que es favorable para la inducción de callos escutelares también induce necrosis. [21]

Usos

Las células del callo no son necesariamente homogéneas genéticamente porque un callo a menudo está hecho de tejido estructural, no de células individuales. [ aclaración necesaria ] Sin embargo, las células del callo a menudo se consideran lo suficientemente similares como para que se realice un análisis científico estándar como si se tratara de un solo sujeto. Por ejemplo, un experimento puede hacer que la mitad de un callo se someta a un tratamiento como grupo experimental , mientras que la otra mitad se somete a un tratamiento similar pero no activo como grupo de control .

Los callos de plantas derivados de muchos tipos de células diferentes pueden diferenciarse en una planta completa, un proceso llamado regeneración, a través de la adición de hormonas vegetales al medio de cultivo. Esta capacidad se conoce como totipotencia . Un experimento clásico de Folke Skoog y Carlos O. Miller sobre médula de tabaco utilizada como explante de partida muestra que la suplementación de medios de cultivo con diferentes proporciones de concentración de auxina a citoquinina induce la formación de raíces: con una mayor proporción de auxina a citoquinina, se induce el enraizamiento (rizogénesis), la aplicación de cantidades iguales de ambas hormonas estimula un mayor crecimiento del callo y el aumento de la proporción de auxina a citoquinina a favor de la citoquinina conduce al desarrollo de brotes. [22] La regeneración de una planta completa a partir de una sola célula permite a los investigadores transgénicos obtener plantas completas que tienen una copia del transgén en cada célula. La regeneración de una planta completa que tiene algunas células transformadas genéticamente y algunas células no transformadas produce una quimera . En general, las quimeras no son útiles para la investigación genética o las aplicaciones agrícolas.

Los genes se pueden insertar en las células del callo mediante bombardeo biolístico, también conocido como pistola genética , o Agrobacterium tumefaciens . Las células que reciben el gen de interés se pueden recuperar luego en plantas enteras utilizando una combinación de hormonas vegetales . Las plantas enteras que se recuperan se pueden utilizar para determinar experimentalmente la función de los genes o para mejorar las características de las plantas cultivadas para la agricultura moderna.

Los callos son de particular utilidad en la micropropagación , donde se pueden utilizar para hacer crecer copias genéticamente idénticas de plantas con características deseables. Para aumentar el rendimiento, la eficiencia y la supervivencia de los explantos de la micropropagación, se tiene un cuidado minucioso para la optimización del protocolo de micropropagación. Por ejemplo, el uso de explantos compuestos de células de baja totipotencia puede prolongar el tiempo necesario para obtener callos de tamaño suficiente, aumentando la duración total del experimento. De manera similar, varias especies de plantas y tipos de explantos requieren hormonas vegetales específicas para la inducción de callos y la posterior organogénesis o embriogénesis; para la formación y el crecimiento de callos de maíz, la auxina ácido 2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) fue superior al ácido 1-naftalenacético (NAA) o al ácido indol-3-acético (IAA), mientras que el desarrollo de callos se vio obstaculizado en explantos de ciruelas pasas después de aplicar la auxina ácido indol-3-butírico (IBA) pero no el IAA. [23] [24]

Historia

Henri-Louis Duhamel du Monceau investigó las respuestas de cicatrización de heridas en olmos y fue el primero en informar sobre la formación de callos en plantas vivas. [25]

En 1908, EF Simon fue capaz de inducir callos a partir de tallos de álamo que también producían raíces y brotes. [26] Los primeros informes de inducción de callos in vitro vinieron de tres investigadores independientes en 1939. [27] P. White indujo callos derivados de tejidos procambiales de desarrollo de tumores de híbridos de Nicotiana glauca que no requirieron suplementación hormonal. [14] Gautheret y Nobecourt pudieron mantener cultivos de callos de zanahoria utilizando adiciones de hormonas auxinas. [ cita requerida ]

Véase también

Referencias

  1. ^¿ Qué es el cultivo de tejidos vegetales?
  2. ^ Takeda, Reiji; Katoh, Kenji (1981). "Crecimiento y producción de sesquiterpenoides por células de Calypogeia granulata inoue en cultivo en suspensión". Planta . 151 (6): 525–530. Código Bibliográfico :1981Plant.151..525T. doi :10.1007/BF00387429. PMID  24302203. S2CID  21074846.
  3. ^ Peterson, M (2003). "Ácido cinámico 4-hidroxilasa de cultivos celulares de la antocerotis Anthoceros agrestis ". Planta . 217 (1): 96–101. Bibcode :2003Plant.217...96P. doi :10.1007/s00425-002-0960-9. PMID  12721853. S2CID  751110.
  4. ^ Beutelmann, P.; Bauer, L. (1 de enero de 1977). "Purificación e identificación de una citoquinina a partir de células de callo de musgo". Planta . 133 (3): 215–217. Código Bibliográfico :1977Plant.133..215B. doi :10.1007/BF00380679. PMID  24425252. S2CID  34814574.
  5. ^ Atmane, N (2000). "Análisis histológico de la embriogénesis somática indirecta en el licopodio Lycopodiella inundata (L.) Holub (Pteridophytes)". Plant Science . 156 (2): 159–167. doi :10.1016/S0168-9452(00)00244-2. PMID  10936522.
  6. ^ Yang, Xuexi; Chen, Hui; Xu, Wenzhong; Él, Zhenyan; Mamá, mí (2007). "Hiperacumulación de arsénico por callos, esporofitos y gametofitos de Pteris vittata cultivados in vitro ". Informes de células vegetales . 26 (10): 1889–1897. doi :10.1007/s00299-007-0388-6. PMID  17589853. S2CID  20891091.
  7. ^ Chavez, VM; Litz, RE; Monroy, M.; Moon, PA; Vovides, AM (1998). "Regeneración de plantas de Ceratozamia euryphyllidia (Cycadales, Gymnospermae) a partir de cultivos de hojas embriogénicas derivadas de árboles en fase madura". Plant Cell Reports . 17 (8): 612–616. doi :10.1007/s002990050452. PMID  30736513. S2CID  29050747.
  8. ^ Jeon, MeeHee; Sung, SangHyun; Huh, Hoon; Kim, YoungChoong (1995). "Producción de ginkgólido B en células cultivadas derivadas de hojas de Ginkgo biloba L." Plant Cell Reports . 14 (8): 501–504. doi :10.1007/BF00232783. PMID  24185520. S2CID  20826665.
  9. ^ Finer, John J.; Kriebel, Howard B.; Becwar, Michael R. (1 de enero de 1989). "Iniciación de cultivos embriogénicos de callos y suspensiones de pino blanco oriental ( Pinus strobus L. )". Plant Cell Reports . 8 (4): 203–206. doi :10.1007/BF00778532. PMID  24233136. S2CID  2578876.
  10. ^ O'Dowd, Niamh A.; McCauley, Patrick G.; Richardson, David HS; Wilson, Graham (1993). "Producción de callos, cultivo en suspensión y rendimientos de alcaloides in vitro de efedra". Cultivo de células, tejidos y órganos vegetales . 34 (2): 149–155. doi :10.1007/BF00036095. S2CID  25019305.
  11. ^ Chen, Ying-Chun; Chang, Chen; Chang, Wei-chin (2000). "Un protocolo confiable para la regeneración de plantas a partir de cultivos de callos de Phalaenopsis". In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant . 36 (5): 420–423. doi :10.1007/s11627-000-0076-5. S2CID  30272969.
  12. ^ Burris, Jason N.; Mann, David GJ; Joyce, Blake L.; Stewart, C. Neal (10 de octubre de 2009). "Un sistema mejorado de cultivo de tejidos para la producción de callos embriogénicos y la regeneración de plantas en pasto varilla ( Panicum virgatum L. )". Investigación en bioenergía . 2 (4): 267–274. Código Bibliográfico :2009BioER...2..267B. doi :10.1007/s12155-009-9048-8. S2CID  25527007.
  13. ^ Murashige, Toshio; F. Skoog (julio de 1962). "Un medio revisado para el crecimiento rápido y los bioensayos con cultivos de tejidos de tabaco". Physiologia Plantarum . 15 (3): 473–497. doi :10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x. S2CID  84645704.
  14. ^ ab White, PR (febrero de 1939). "Crecimiento potencialmente ilimitado de callos de plantas extirpados en un nutriente artificial". American Journal of Botany . 26 (2): 59–4. doi :10.2307/2436709. JSTOR  2436709.
  15. ^ Lloyd, G; B McCown (1981). "Micropropagación comercialmente factible del laurel de montaña, Kalmia latifolia, mediante el uso del cultivo de las puntas de los brotes". Actas combinadas, Sociedad Internacional de Propagadores de Plantas . 30 : 421–427.
  16. ^ Gamborg, OL; RA Miller; K Ojima (abril de 1968). "Requerimientos nutricionales de cultivos en suspensión de células de raíz de soja". Experimental Cell Research . 50 (1): 151–158. doi :10.1016/0014-4827(68)90403-5. PMID  5650857.
  17. ^ Wang, X.-D.; Nolan, KE; Irwanto, RR; Sheahan, MB; Rose, RJ (10 de enero de 2011). "Ontogenia del callo embriogénico en Medicago truncatula: el destino de las células madre pluripotentes y totipotentes". Anales de botánica . 107 (4): 599–609. doi :10.1093/aob/mcq269. PMC 3064535 . PMID  21224270. 
  18. ^ Sidorov, Vladimir; Gilbertson, Larry; Addae, Prince; Duncan, David (abril de 2006). "Transformación mediada por Agrobacterium de callos de maíz derivados de plántulas". Plant Cell Reports . 25 (4): 320–328. doi :10.1007/s00299-005-0058-5. ISSN  0721-7714. PMID  16252091. S2CID  22588581.
  19. ^ Él, Yang; Guo, Xiulian; Lu, Ran; Niu, Bei; Pasapula, Vijaya; Hou, Pei; Cai, Feng; Xu, Ying; Chen, colmillo (2009). "Cambios en la morfología y los índices bioquímicos en los callos pardos derivados de los hipocotilos de Jatropha curcas". Cultivo de células, tejidos y órganos vegetales . 98 (1): 11-17. doi :10.1007/s11240-009-9533-y. S2CID  44470975.
  20. ^ Dan, Yinghui; Armstrong, Charles L.; Dong, Jimmy; Feng, Xiaorong; Fry, Joyce E.; Keithly, Greg E.; Martinell, Brian J.; Roberts, Gail A.; Smith, Lori A.; Tan, Lalaine J.; Duncan, David R. (2009). "Ácido lipoico: un potenciador único de la transformación de las plantas". Biología celular y del desarrollo in vitro - Planta . 45 (6): 630–638. doi :10.1007/s11627-009-9227-5. S2CID  19424435.
  21. ^ Pazuki, Arman y Sohani, Mehdi (2013). "Evaluación fenotípica de callos derivados del escutelo en cultivares de arroz 'Indica'" (PDF) . Acta Agriculturae Slovenica . 101 (2): 239–247. doi : 10.2478/acas-2013-0020 . Consultado el 2 de febrero de 2014 .
  22. ^ Skoog, F.; Miller, CO (1957). "Regulación química del crecimiento y la formación de órganos en tejidos vegetales cultivados in vitro". Simposios de la Sociedad de Biología Experimental . 11 : 118–130. ISSN  0081-1386. PMID  13486467.
  23. ^ Sheridan, William F. (1975). "Cultivo de tejidos de maíz I. Inducción y crecimiento de callos". Physiologia Plantarum . 33 (2): 151–156. doi :10.1111/j.1399-3054.1975.tb03783.x. ISSN  1399-3054.
  24. ^ Štefančič, Mateja; Štampar, Franci; Osterc, Gregor (1 de diciembre de 2005). "Influencia de IAA e IBA en el desarrollo radicular y la calidad de esquejes de hojas de Prunus 'GiSelA 5'". HortScience . 40 (7): 2052-2055. doi : 10.21273/HORTSCI.40.7.2052 . ISSN  0018-5345.
  25. ^ Razdan, MK (2003). Introducción al cultivo de tejidos vegetales (2. ed.). Enfield, NH [ua]: Oxford Publishers. ISBN 1-57808-237-4.
  26. ^ Gautheret, Roger J. (1 de diciembre de 1983). "Cultivo de tejidos vegetales: una historia". The Botanical Magazine Tokyo . 96 (4): 393–410. doi :10.1007/BF02488184. S2CID  26425105.
  27. ^ Chawla, HS (2002). Introducción a la biotecnología vegetal (2.ª ed.). Enfield, NH: Science Publishers. ISBN 1-57808-228-5.