Leptosphaeria maculans ( anamorfo Phoma lingam ) es un hongo patógeno del filo Ascomycota que es el agente causal de la enfermedad de la pierna negra en los cultivos de Brassica . Su genoma ha sido secuenciado, [2] y L. maculans es un hongo fitopatógeno modelo bien estudiado. Los síntomas de la pierna negra generalmente incluyen cancros basales del tallo, pequeñas lesiones grises en las hojas y podredumbre de la raíz. La mayor pérdida de rendimiento se debe al cancro del tallo . El hongo se dispersa por el viento en forma de ascosporas o salpicaduras de lluvia en el caso de los conidios. L. maculans crece mejor en condiciones húmedas y en un rango de temperatura de 5 a 20 grados Celsius. La rotación de cultivos, la eliminación del rastrojo, la aplicación de fungicidas y la resistencia de los cultivos se utilizan para controlar la pierna negra. El hongo es un patógeno importante de los cultivos de Brassica napus ( canola ).
Leptosphaeria maculans causa chancro del tallo o pierna negra. Los síntomas generalmente incluyen chancros basales del tallo, pequeñas lesiones ovaladas grises en el tejido de la hoja y podredumbre de la raíz (ya que el hongo puede penetrar directamente en las raíces). [3] L. maculans infecta una amplia variedad de cultivos de Brassica, incluyendo repollo ( Brassica oleracea ) y colza ( Brassica napus ). L. maculans es especialmente virulenta en Brassica napus . La primera epidemia dramática de L. maculans ocurrió en Wisconsin en repollo. [4] La enfermedad se diagnostica por la presencia de pequeños picnidios negros que aparecen en el borde de las lesiones de las hojas. La presencia de estos picnidios permite distinguir esta enfermedad de Alternaria brassicae , otro patógeno foliar con lesiones similares, pero sin picnidios. [5]
Leptosphaeria maculans tiene un ciclo de vida complicado. El patógeno comienza como un saprófito en los residuos del tallo y sobrevive en el rastrojo. Luego comienza una etapa hemibiotrófica que da como resultado la producción de manchas en las hojas. Colonizando el tejido de la planta sistémicamente [6] , comienza su etapa endofítica dentro del tallo. (Debido a su parasitismo sistémico, la evaluación cuantitativa del impacto de L. maculans no puede incluir el tamaño o la cantidad de lesiones ). [6] Cuando termina la temporada de crecimiento, el hongo causa cancros en la base de la planta, comenzando así otra etapa necrotrófica.
Leptosphaeria maculans tiene una fase teleomorfa (reproducción sexual para generar pseudotecios que liberan ascosporas) y una fase anamorfa (reproducción asexual para producir picnidios que liberan picnidiosporas). La enfermedad se propaga por dispersión de ascosporas transportadas por el viento y salpicaduras de conidios por la lluvia. Además, el cancro del tallo por phoma también se puede propagar por semillas infectadas cuando el hongo infecta las vainas de semillas de Brassica napus durante la temporada de crecimiento, pero esto es mucho menos frecuente. [5] La enfermedad es de naturaleza policíclica, aunque los conidios no son tan virulentos como las ascosporas. El ciclo de la enfermedad comienza con ascosporas transportadas por el aire que se liberan de los pseudotecios en la primavera. Las ascosporas entran a través de los estomas para infectar la planta. Poco después de la infección, se forman lesiones grises y picnidios negros en las hojas.
Durante la temporada de crecimiento, estos picnidios producen conidios que se dispersan con la lluvia. Estas esporas causan una infección secundaria que suele ser menos grave que la infección primaria con ascosporas. Los chancros del tallo se forman a partir de la enfermedad que se propaga sistémicamente a través de la planta. Después de la colonización de los espacios intercelulares, el hongo alcanzará una hebra vascular y se propagará por el tallo entre la hoja y el tallo. La enfermedad se propagará dentro y entre las células del xilema. Esta colonización conduce a la invasión y destrucción de la corteza del tallo, lo que conduce a la formación del chancro del tallo. [7]
Los rastrojos se forman después de la temporada de crecimiento debido al material vegetal residual que queda en el campo después de la cosecha. La enfermedad pasa el invierno en forma de pseudotecios y micelios en los rastrojos. En primavera, los pseudotecios liberan sus ascosporas y el ciclo se repite.
AvrLm3 es un gen que produce un efector que es reconocido porRlm3, en cuyo caso es ungen de avirulencia,[8][9]ver § Rlm3.
La temperatura y la humedad son las dos condiciones ambientales más importantes para el desarrollo de las esporas de L. maculans . Una temperatura de 5 a 20 grados Celsius es el rango de temperatura óptimo para que maduren los pseudotecios. [10] Un ambiente húmedo y lluvioso aumenta la gravedad de la enfermedad debido a la dispersión de los conidios por las salpicaduras de lluvia. Además de la lluvia, las tormentas de granizo también aumentan la gravedad de la enfermedad.
Los métodos culturales como la eliminación de rastrojos y la rotación de cultivos pueden ser muy eficaces. Al eliminar el rastrojo, los pseudotecios y micelios que hibernan son menos frecuentes, lo que reduce el riesgo de infección. En Canadá, la rotación de cultivos reduce drásticamente la pierna negra en los cultivos de canola. [11] Se sugiere tener una rotación de cultivos de canola de 3 años y plantar plantas no hospedantes como cereales entre estos períodos. [12] Los métodos químicos, como la aplicación de fungicidas, pueden reducir los casos de enfermedad. Los fungicidas EBI y MBC se utilizan típicamente. Los fungicidas EBI inhiben la biosíntesis de ergosterol, mientras que los fungicidas MBC interrumpen el ensamblaje de beta tubulina en la mitosis. Los EBI son la mejor opción para el control de L. maculans , ya que inhiben el crecimiento de conidios. Aunque los fungicidas como los EBI son eficaces en los conidios, no tienen efecto sobre las ascosporas que crecerán independientemente de la concentración del fungicida. [13] Los métodos de resistencia también se pueden utilizar con gran efecto. Por lo general, se utilizan genes Rlm específicos de la raza para la resistencia (Rlm1-Rlm9) en cultivos de Brassica napus . [14]
Leptosphaeria maculans está controlada tanto por la resistencia gen por gen específica de la raza a través de los llamados genes de resistencia (R) que detectan los genes de avirulencia correspondientes (Avr) como por rasgos de resistencia cuantitativos y amplios . Dado que L. maculans está secuenciada [2] y debido a la importancia de este patógeno, se han identificado y clonado muchos genes Avr diferentes.
Arabidopsis thaliana es un organismo modelo de uso común en las ciencias vegetales que está estrechamente relacionado con Brassica . Curiosamente, este organismo modelo muestra un grado muy alto de resistencia a L. maculans en todas las accesiones analizadas (excepto An-1, que proporcionó la fuente del alelo rlm3 , véase más abajo) sin razas virulentas conocidas hasta la fecha, lo que hace que este patosistema esté cerca de una interacción no huésped. [15] Curiosamente, este alto nivel de resistencia se puede romper por mutación y cierta resistencia se puede transferir de A. thaliana a Brassica napus - por ejemplo, es unalínea de adición cromosómica de B. napus con el cromosoma 3 de A. thaliana más resistente a L. maculans . [16]
A pesar de que todas las accesiones de A. thaliana son resistentes a L. maculans , se descubrió que esta resistencia podría ser regulada por diferentes loci . En cruces entre diferentes accesiones, se descubrieron dos loci: RLM1 en el cromosoma 1 y RLM2 en el cromosoma 4. El gen R responsable de la resistencia a RLM1 se identificó como un gen R de la familia TIR - NB-LRR , pero los mutantes de inserción de T-ADN fueron menos susceptibles que el alelo natural rlm1 , lo que indica que múltiples genes en el locus podrían contribuir a la resistencia. [17]
A diferencia de RLM1 y RLM2 , RLM3 no es específico de L. maculans y los alelos mutantes en este gen provocan una amplia susceptibilidad a múltiples hongos. [18]
La camalexina es una fitoalexina que se induce independientemente de la resistencia mediada por RLM1 y los mutantes interrumpidos en la biosíntesis de camalexina muestran susceptibilidad a L. maculans , [15] lo que indica que este es un mecanismo de resistencia crítico.
Los mutantes en la señalización y biosíntesis de las hormonas tradicionales de resistencia a enfermedades de las plantas, ácido salicílico (SA), ácido jasmónico (JA) y etileno (ET), no alteran la resistencia de A. thaliana a L. maculans . [15] Por otro lado, los mutantes con la biosíntesis o señalización alterada del ácido abscísico (ABA) son susceptibles a L. maculans . [19] Sin embargo, es interesante que SA y JA contribuyan a la tolerancia en una interacción compatible donde las resistencias mediadas por RLM1 y camalexina han sido mutadas, y un mutante cuádruple (donde las respuestas dependientes de RLM1 , camalexina, JA y SA están bloqueadas) es hipersusceptible. [20] Por el contrario, ET parece ser perjudicial para la resistencia a enfermedades.
Los cultivos de Brassica consisten en combinaciones de 3 genomas ancestrales principales (A, B y C) donde el cultivo de canola más importante es Brassica napus con un genoma AACC. La mayoría de los rasgos de resistencia han sido introgresados en B. napus de parientes silvestres de Brassica rapa (genoma AA). En contraste, ninguno o muy pocos rasgos de resistencia de L. maculans se pueden encontrar en las especies parentales de Brassica oleracea (genoma CC). [21] Además, algunos rasgos de resistencia han sido introgresados de los genomas "B" de Brassica nigra (genoma BB), Brassica juncea (genoma AABB) o Brassica carinata (genoma BBCC) en B. napus . En las interacciones Brassica - L. maculans , hay muchos genes de resistencia específicos de la raza conocidos, y también se han identificado algunos de los genes de avirulencia fúngica correspondientes. [14] [22] [23]
Rlm1 se ha mapeado al cromosoma A07 de Brassica . [14] [23] Rlm1 inducirá una respuesta de resistencia contra una cepa de L. maculans que alberga el gen de avirulencia AvrLm1 . [23]
Rlm2 inducirá una respuesta de resistencia contra una cepa de L. maculans que alberga el gen de avirulencia AvrLm2 . [23] Rlm2 está ubicado en el cromosoma A10 en el mismo locus que LepR3 y ha sido clonado. [24] El gen Rlm2 codifica una proteína similar a un receptor con un dominio transmembrana y repeticiones extracelulares ricas en leucina .
Se ha mapeado Rlm3 al cromosoma A07 de Brassica . [14] [23] Rlm3 inducirá una respuesta de resistencia contra una cepa de L. maculans que albergue AvrLm3 , [23] [8] [9] ver § AvrLm3 .
Rlm4 se ha mapeado al cromosoma A07 de Brassica . [14] [23] Rlm4 inducirá una respuesta de resistencia contra una cepa de L. maculans que alberga el gen de avirulencia AvrLm4-7 . [23]
Se han encontrado Rlm5 y RlmJ1 en Brassica juncea , pero aún no se sabe con certeza si residen en los genomas A o B. [23]
El gen Rlm6 se encuentra normalmente en el genoma B de Brassica juncea o Brassica nigra . Este gen de resistencia se introdujo en Brassica napus a partir de la mostaza Brassica juncea .
Rlm7 se ha mapeado al cromosoma A07 de Brassica . [23]
Rlm8 reside en el genoma A en Brassica rapa y Brassica napus , pero aún no se ha mapeado más. [23]
El gen Rlm9 (mapeado en el cromosoma A07) ha sido clonado [25] y codifica una proteína similar a la quinasa asociada a Wall (WAKL). Rlm9 responde al gen de avirulencia AvrLm5-9.
Al igual que Rlm6 , Rlm10 está presente en el genoma B de Brassica juncea o Brassica nigra , pero aún no se ha introgresado en Brassica napus .
Rlm11 reside en el genoma A en Brassica rapa y Brassica napus , pero aún no se ha mapeado más. [23]
LepR3 se introdujo en el cultivar australiano B. napus Surpass 400 a partir de una B. rapa var. sylvestris silvestre . Esta resistencia se volvió ineficaz a los tres años de cultivo comercial. [26] LepR3 inducirá una respuesta de resistencia contra una cepa de L. maculans que alberga el gen de avirulencia AvrLm1 . [23] LepR3 se encuentra en el mismo locus que Rlm2 y también este gen ha sido clonado. Al igual que el alelo Rlm2 , la proteína LepR3 codificada es una proteína similar a un receptor con un dominio transmembrana y repeticiones extracelulares ricas en leucina . [24] La estructura proteica predicha indica que los genes R LepR3 y Rlm2 (en contraste con el gen RLM1 intracelular de Arabidopsis ) detectan L. maculans en el espacio extracelular ( apoplasto ).
Leptosphaeria maculans es el patógeno más dañino de Brassica napus , que se utiliza como fuente de alimento para el ganado y para su aceite de colza. [27] L. maculans destruye alrededor del 5-20% de los rendimientos de canola en Francia. [28] La enfermedad también es muy importante en Inglaterra: de 2000 a 2002, la enfermedad resultó en daños por un valor aproximado de £ 56 millones por temporada. [29] El aceite de colza es la fuente de aceite europea preferida para biocombustible debido a su alto rendimiento. B. napus produce más aceite por área de tierra que otras fuentes como la soja. [27] También se han producido pérdidas importantes en cultivos de semillas oleaginosas en Australia. Las pérdidas significativas más recientes se produjeron en 2003, en los cultivares de B. napus ampliamente plantados que contienen un gen de resistencia de B. rapa . [30]
L. maculans metaboliza brasinina, una fitoalexina importante producida por especies de Brassica , en indol-3-carboxaldehído y ácido indol-3-carboxílico. Los aislados virulentos proceden a través del intermediario S -óxido de (3-indolilmetil)ditiocarbamato, [31] mientras que los aislados avirulentos primero convierten brasinina en N -acetil-3-indolilmetilamina y 3-indolilmetilamina. [32] Las investigaciones han demostrado que la brasinina podría ser importante como agente quimiopreventivo en el tratamiento del cáncer. [33]
Como innovación en bioingeniería, en 2010 se demostró que una proteína impulsada por la luz de L. maculans podría usarse para mediar, junto con reactivos anteriores, el silenciamiento multicolor de las neuronas en el sistema nervioso de los mamíferos. [34]