stringtranslate.com

Nitrogenasa

Las nitrogenasas son enzimas ( EC 1.18.6.1 EC 1.19.6.1) que son producidas por ciertas bacterias , como las cianobacterias (bacterias verdeazuladas) y las rizobacterias . Estas enzimas son responsables de la reducción del nitrógeno (N 2 ) a amoniaco (NH 3 ). Las nitrogenasas son la única familia de enzimas conocidas que catalizan esta reacción, que es un paso en el proceso de fijación del nitrógeno . La fijación del nitrógeno es necesaria para todas las formas de vida, siendo el nitrógeno esencial para la biosíntesis de moléculas ( nucleótidos , aminoácidos ) que crean plantas, animales y otros organismos. Están codificadas por los genes Nif u homólogos . Están relacionadas con la protoclorofilida reductasa .

Clasificación y estructura

Aunque la formación en equilibrio de amoníaco a partir de hidrógeno y nitrógeno molecular tiene una entalpía de reacción negativa global ( ), la energía de activación es muy alta ( ). [1] La nitrogenasa actúa como catalizador , reduciendo esta barrera energética de modo que la reacción pueda tener lugar a temperaturas ambiente.

Un conjunto habitual consta de dos componentes:

  1. La proteína homodímera Fe-only , la reductasa , que tiene un alto poder reductor y es responsable del suministro de electrones.
  2. La proteína heterotetramérica MoFe, una nitrogenasa que utiliza los electrones proporcionados para reducir N 2 a NH 3 . En algunos ensamblajes se reemplaza por una alternativa homóloga.
Estructura del cofactor FeMo que muestra los sitios de unión a la nitrogenasa (los aminoácidos cys e his).

Reductasa

La proteína Fe, la dinitrogenasa reductasa o NifH, es un dímero de subunidades idénticas que contiene un grupo [Fe 4 S 4 ] y tiene una masa de aproximadamente 60-64 kDa. [2] La función de la proteína Fe es transferir electrones desde un agente reductor , como la ferredoxina o la flavodoxina a la proteína nitrogenasa. La ferredoxina o la flavodoxina se pueden reducir por uno de seis mecanismos: 1. por una piruvato:ferredoxina oxidorreductasa , 2. por una hidrogenasa bidireccional , 3. en un centro de reacción fotosintética , 4. acoplando el flujo de electrones a la disipación de la fuerza motriz del protón , 5. por bifurcación de electrones , o 6. por una ferredoxina:NADPH oxidorreductasa . [3] La transferencia de electrones requiere un aporte de energía química que proviene de la unión e hidrólisis del ATP . La hidrólisis de ATP también provoca un cambio conformacional dentro del complejo nitrogenasa, acercando la proteína Fe y la proteína MoFe para facilitar la transferencia de electrones. [4]

Nitrogenasa

La proteína MoFe es un heterotetrámero que consta de dos subunidades α y dos subunidades β, con una masa de aproximadamente 240-250 kDa. [2] La proteína MoFe también contiene dos grupos de hierro-azufre , conocidos como grupos P, ubicados en la interfaz entre las subunidades α y β y dos cofactores FeMo , dentro de las subunidades α. Anteriormente se pensaba que el estado de oxidación de Mo en estas nitrogenasas era Mo(V), pero la evidencia más reciente es de Mo(III). [5] (El molibdeno en otras enzimas generalmente está unido a la molibdopterina como Mo(VI) completamente oxidado).

Los electrones de la proteína Fe ingresan a la proteína MoFe en los grupos P, que luego transfieren los electrones a los cofactores FeMo. Cada cofactor FeMo actúa entonces como un sitio para la fijación de nitrógeno, con N 2 uniéndose en la cavidad central del cofactor.

Variaciones

La proteína MoFe puede ser reemplazada por nitrogenasas alternativas en ambientes pobres en el cofactor Mo. Se conocen dos tipos de estas nitrogenasas: el tipo vanadio-hierro (VFe; Vnf ) y el tipo hierro-hierro (FeFe; Anf ). Ambas forman un conjunto de dos subunidades α, dos subunidades β y dos subunidades δ (a veces γ). Las subunidades delta son homólogas entre sí, y las subunidades alfa y beta son homólogas a las que se encuentran en la nitrogenasa MoFe. Los grupos de genes también son homólogos, y estas subunidades son intercambiables hasta cierto punto. Todas las nitrogenasas utilizan un grupo central Fe-S similar, y las variaciones se producen en el metal del cofactor. [6] [7]

La nitrogenasa Anf en Azotobacter vinelandii está organizada en un operón anfHDGKOR . Este operón aún requiere algunos de los genes Nif para funcionar. Se ha construido un operón mínimo de 10 genes diseñado que incorpora estos genes esenciales adicionales. [8]

Mecanismo

Nitrogenasa con sitios catalíticos resaltados. Hay dos conjuntos de sitios catalíticos dentro de cada enzima nitrogenasa.
Nitrogenasa con un conjunto de grupos de metales ampliados. Los electrones viajan desde el grupo Fe-S (amarillo) al grupo P (rojo) y terminan en el grupo FeMo-co (naranja).

Mecanismo general

Sitios catalíticos dentro de la nitrogenasa. Los átomos están coloreados por elemento. Arriba: grupo Fe-S. En el medio: grupo P. Abajo: FeMo-co.

La nitrogenasa es una enzima responsable de catalizar la fijación de nitrógeno , que es la reducción de nitrógeno (N 2 ) a amoniaco (NH 3 ) y un proceso vital para mantener la vida en la Tierra. [9] Hay tres tipos de nitrogenasa que se encuentran en varias bacterias fijadoras de nitrógeno: nitrogenasa de molibdeno (Mo), nitrogenasa de vanadio (V) y nitrogenasa de solo hierro (Fe). [10] La nitrogenasa de molibdeno, que se puede encontrar en diazótrofos como los rizobios asociados a leguminosas , [11] [12] es la nitrogenasa que se ha estudiado más extensamente y, por lo tanto, es la mejor caracterizada. [10] La nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de solo hierro se pueden encontrar en especies seleccionadas de Azotobacter como una nitrogenasa alternativa. [11] [13] Las ecuaciones 1 y 2 muestran las reacciones equilibradas de la fijación de nitrógeno en la nitrogenasa de molibdeno y la nitrogenasa de vanadio respectivamente.

Todas las nitrogenasas son sistemas de dos componentes formados por el Componente I (también conocido como dinitrogenasa) y el Componente II (también conocido como dinitrogenasa reductasa). El Componente I es una proteína MoFe en la nitrogenasa de molibdeno, una proteína VFe en la nitrogenasa de vanadio y una proteína Fe en la nitrogenasa de solo hierro. [9] El Componente II es una proteína Fe que contiene el grupo Fe-S, que transfiere electrones al Componente I. [13] El Componente I contiene 2 grupos metálicos: el grupo P y el cofactor FeMo (FeMo-co). Mo es reemplazado por V o Fe en la nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de solo hierro respectivamente. [9] [15] Durante la catálisis, se hidrolizan 2 equivalentes de MgATP, lo que ayuda a disminuir el potencial del grupo Fe-S e impulsa la reducción del grupo P y, finalmente, al FeMo-co, donde tiene lugar la reducción de N 2 a NH 3 .

Modelo cinético de Lowe-Thorneley

La reducción de nitrógeno a dos moléculas de amoniaco se lleva a cabo en el FeMo-co del Componente I después de la adición secuencial de equivalentes de protones y electrones del Componente II. [9] Las mediciones cinéticas de estado estacionario , congelación y enfriamiento y flujo detenido realizadas en los años 70 y 80 por Lowe, Thorneley y otros proporcionaron una base cinética para este proceso. [16] [17] El modelo cinético de Lowe-Thorneley (LT) se desarrolló a partir de estos experimentos y documenta las ocho transferencias correlacionadas de protones y electrones necesarias a lo largo de la reacción. [9] [16] [17] Cada etapa intermedia se representa como E n donde n = 0–8, correspondiente al número de equivalentes transferidos. Se requiere la transferencia de cuatro equivalentes antes de la adición productiva de N 2 , aunque también es posible la reacción de E 3 con N 2 . [16] Cabe destacar que se ha demostrado que la reducción de nitrógeno requiere 8 equivalentes de protones y electrones, en oposición a los 6 equivalentes predichos por la reacción química equilibrada. [18]

Intermedios E0a través de E4

La caracterización espectroscópica de estos intermediarios ha permitido una mayor comprensión de la reducción de nitrógeno por la nitrogenasa; sin embargo, el mecanismo sigue siendo un área activa de investigación y debate. A continuación se enumeran brevemente los experimentos espectroscópicos para los intermediarios antes de la adición de nitrógeno:

E 0 – Este es el estado de reposo de la enzima antes de que comience la catálisis. La caracterización EPR muestra que esta especie tiene un espín de 3/2 . [19]

E 1 – El intermediario reducido de un electrón ha sido atrapado durante el recambio bajo N 2 . La espectroscopia de Mössbauer del intermediario atrapado indica que el FeMo-co tiene un espín entero mayor que 1. [20]

Modelo cinético de Lowe-Thorneley para la reducción de nitrógeno a amoníaco por nitrogenasa.

E 2 – Se propone que este intermediario contiene el grupo metálico en su estado de oxidación en reposo con los dos electrones añadidos almacenados en un hidruro puente y el protón adicional unido a un átomo de azufre. El aislamiento de este intermediario en enzimas mutadas muestra que el FeMo-co tiene un espín alto y un espín de 3/2 . [21]

E 3 – Se propone que este intermedio sea el FeMo-co reducido simplemente con un hidruro puente y un hidruro. [9]

E 4 – Denominado el intermediario de Jano en honor al dios romano de las transiciones , este intermediario se ubica exactamente después de la mitad de las transferencias de electrones y protones y puede decaer nuevamente a E 0 o continuar con la unión de nitrógeno y finalizar el ciclo catalítico. Se propone que este intermediario contiene el FeMo-co en su estado de oxidación en reposo con dos hidruros puente y dos protones unidos al azufre. [9] Este intermediario se observó por primera vez utilizando técnicas de congelación y extinción con una proteína mutada en la que el residuo 70, un aminoácido valina, se reemplaza por isoleucina. [22] Esta modificación evita el acceso del sustrato al FeMo-co. La caracterización EPR de este intermediario aislado muestra una nueva especie con un espín de ½. Los experimentos ENDOR han proporcionado información sobre la estructura de este intermediario, revelando la presencia de dos hidruros puente. [22] ENDOR de 95 Mo y 57 Fe muestra que los hidruros forman puentes entre dos centros de hierro. [23] El criorrecocido del intermedio atrapado a -20 °C da como resultado la pérdida sucesiva de dos equivalentes de hidrógeno tras la relajación, lo que demuestra que el intermedio aislado es consistente con el estado E 4 . [9] La desintegración de E 4 a E 2 + H 2 y finalmente a E 0 y 2H 2 ha confirmado la señal EPR asociada con el intermedio E 2 . [9]

Los intermediarios mencionados anteriormente sugieren que el grupo de metales pasa cíclicamente entre su estado de oxidación original y un estado reducido simple, con electrones adicionales almacenados en hidruros. Alternativamente, se ha propuesto que cada paso implica la formación de un hidruro y que el grupo de metales pasa cíclicamente entre el estado de oxidación original y un estado oxidado simple. [9]

Vías distales y alternas para N2fijación

Vías mecanísticas distales y alternas para la fijación de nitrógeno en la nitrogenasa.

Aunque en general se acepta el mecanismo de fijación del nitrógeno antes del complejo Janus E 4 , actualmente existen dos hipótesis para la vía exacta en la segunda mitad del mecanismo: la vía "distal" y la vía "alternativa". [9] [24] [25] En la vía distal, primero se hidrogena el nitrógeno terminal, libera amoníaco y luego se hidrogena el nitrógeno directamente unido al metal. En la vía alterna, se añade un hidrógeno al nitrógeno terminal y luego se añade un hidrógeno al nitrógeno directamente unido al metal. Este patrón alternante continúa hasta que se libera amoníaco. [9] [24] [25] Debido a que cada vía favorece un conjunto único de intermediarios, los intentos de determinar cuál es la correcta generalmente se han centrado en el aislamiento de dichos intermediarios, como el nitrido en la vía distal, [26] y el diazeno y la hidrazina en la vía alterna. [9] Los intentos de aislar los intermediarios en la propia nitrogenasa hasta ahora no han tenido éxito, pero el uso de complejos modelo ha permitido el aislamiento de intermediarios que apoyan ambos lados dependiendo del centro metálico utilizado. [9] Los estudios con Mo generalmente apuntan hacia una vía distal, mientras que los estudios con Fe generalmente apuntan hacia una vía alterna. [9] [24] [25] [27] [28]

El apoyo específico para la vía distal se ha derivado principalmente del trabajo de Schrock y Chatt, quienes aislaron con éxito el complejo de nitrido utilizando Mo como centro metálico en un complejo modelo. [26] [29] El apoyo específico para la vía alternante se deriva de unos pocos estudios. Se ha demostrado que los grupos modelo de solo hierro reducen catalíticamente el N 2 . [27] [28] También se ha demostrado que los pequeños grupos de tungsteno siguen una vía alternante para la fijación de nitrógeno. [30] La nitrogenasa de vanadio libera hidrazina, un intermediario específico del mecanismo alternante. [9] [31] Sin embargo, la falta de intermediarios caracterizados en la enzima nativa en sí significa que ninguna de las vías se ha demostrado definitivamente. Además, se ha encontrado que los estudios computacionales apoyan ambos lados, dependiendo de si se supone que el sitio de reacción está en Mo (distal) o en Fe (alternando) en el cofactor MoFe. [9] [24] [25]

Mecanismo de unión del MgATP

La unión de MgATP es uno de los eventos centrales que ocurren en el mecanismo empleado por la nitrogenasa. La hidrólisis del grupo fosfato terminal de MgATP proporciona la energía necesaria para transferir electrones de la proteína Fe a la proteína MoFe. [32] Las interacciones de unión entre los grupos fosfato de MgATP y los residuos de aminoácidos de la proteína Fe se entienden bien comparándolas con enzimas similares, mientras que las interacciones con el resto de la molécula son más esquivas debido a la falta de una estructura cristalina de proteína Fe con MgATP unido (a partir de 1996). [33] Se ha demostrado que tres residuos de proteína tienen interacciones significativas con los fosfatos. [16] En ausencia de MgATP, existe un puente salino entre el residuo 15, lisina , y el residuo 125, ácido aspártico . [33] Tras la unión, este puente salino se interrumpe. La mutagénesis sitio-específica ha demostrado que cuando la lisina se sustituye por una glutamina , la afinidad de la proteína por el MgATP se reduce en gran medida [34] y cuando la lisina se sustituye por una arginina , el MgATP no puede unirse debido a que el puente salino es demasiado fuerte. [35] La necesidad de ácido aspártico específicamente en el sitio 125 se ha demostrado al observar una reactividad alterada tras la mutación de este residuo a ácido glutámico . [36] Se ha demostrado que el residuo 16, serina, se une al MgATP. Se utilizó mutagénesis sitio-específica para demostrar este hecho. [36] Esto ha llevado a un modelo en el que la serina permanece coordinada con el ion Mg2 + después de la hidrólisis de fosfato para facilitar su asociación con un fosfato diferente de la ahora molécula de ADP. [37] La ​​unión del MgATP también induce cambios conformacionales significativos dentro de la proteína Fe. [16] Se empleó mutagénesis dirigida al sitio para crear mutantes en los que el MgATP se une pero no induce un cambio conformacional. [38] La comparación de los datos de dispersión de rayos X en los mutantes frente a la proteína de tipo salvaje condujo a la conclusión de que toda la proteína se contrae tras la unión del MgATP, con una disminución del radio de aproximadamente 2,0 Å. [38]

Otros detalles mecanísticos

Aún se desconocen muchos aspectos mecanísticos de la catálisis . No se ha publicado ningún análisis cristalográfico sobre el sustrato unido a la nitrogenasa.

La nitrogenasa es capaz de reducir el acetileno, pero es inhibida por el monóxido de carbono, que se une a la enzima y, por lo tanto, evita la unión del dinitrógeno. El dinitrógeno evita la unión del acetileno, pero el acetileno no inhibe la unión del dinitrógeno y solo requiere un electrón para la reducción a etileno . [39] Debido a las propiedades oxidativas del oxígeno , la mayoría de las nitrogenasas son inhibidas irreversiblemente por el dioxígeno , que oxida degradativamente los cofactores Fe-S. [ cita requerida ] Esto requiere mecanismos para que los fijadores de nitrógeno protejan a la nitrogenasa del oxígeno in vivo . A pesar de este problema, muchos usan el oxígeno como aceptor terminal de electrones para la respiración. [ cita requerida ] Aunque la capacidad de algunos fijadores de nitrógeno como Azotobacteraceae para emplear una nitrogenasa lábil al oxígeno en condiciones aeróbicas se ha atribuido a una alta tasa metabólica , lo que permite la reducción de oxígeno en la membrana celular , la eficacia de dicho mecanismo ha sido cuestionada en concentraciones de oxígeno superiores a 70 μM (la concentración ambiental es de 230 μM O 2 ), así como durante limitaciones adicionales de nutrientes. [40] Una molécula que se encuentra en los nódulos fijadores de nitrógeno de las plantas leguminosas, la leghemoglobina , que puede unirse al dioxígeno a través de un grupo prostético hemo , desempeña un papel crucial en el almacenamiento en tampón de O 2 en el sitio activo de la nitrogenasa, al tiempo que permite una respiración eficiente. [41]

Reacciones no específicas

Además de la reducción de dinitrógeno, las nitrogenasas también reducen protones a dihidrógeno , lo que significa que la nitrogenasa también es una deshidrogenasa . A continuación se muestra una lista de otras reacciones llevadas a cabo por las nitrogenasas: [42] [43]

HC≡CH → H2C = CH2​
N – =N + =O → N 2 + H 2 O
N=N=N – → N2 + NH3
C≡N−→ CH 4 , NH 3 , H 3 C–CH 3 , H 2 C=CH 2 (CH 3 NH 2 )
N≡C–R → RCH3 + NH3
C≡N – R → CH4 , H3C – CH3 , H2C = CH2 , C3H8 , C3H6 , RNH2​​​
O=C=S → CO + H 2 S [44] [45]
O=C=O → CO + H2O [ 44 ]
S=C=N – → H 2 S + HCN [45]
O=C=N – → H 2 O + HCN , CO + NH 3 [45]

Además, el dihidrógeno funciona como un inhibidor competitivo , [46] el monóxido de carbono funciona como un inhibidor no competitivo , [42] [43] y el disulfuro de carbono funciona como un inhibidor de equilibrio rápido [44] de la nitrogenasa.

También se ha demostrado que las nitrogenasas de vanadio catalizan la conversión de CO en alcanos a través de una reacción comparable a la síntesis de Fischer-Tropsch .

Organismos que sintetizan nitrogenasa

Existen dos tipos de bacterias que sintetizan nitrogenasa y son necesarias para la fijación del nitrógeno. Estas son:

Similitud con otras proteínas

Las tres subunidades de la nitrogenasa presentan una similitud de secuencia significativa con tres subunidades de la versión independiente de la luz de la protoclorofilida reductasa que realiza la conversión de protoclorofilida en clorofila . Esta proteína está presente en las gimnospermas , las algas y las bacterias fotosintéticas, pero las angiospermas la han perdido durante la evolución. [47]

Por otra parte, dos de las subunidades de la nitrogenasa (NifD y NifH) tienen homólogos en metanógenos que no fijan nitrógeno, por ejemplo, Methanocaldococcus jannaschii . [48] Se sabe poco sobre la función de estos genes nif de "clase IV", [49] aunque se encuentran en muchos metanógenos. En M. jannaschii se sabe que interactúan entre sí y se expresan de forma constitutiva. [48]

Medición de la actividad de la nitrogenasa

Al igual que con muchos ensayos para la actividad enzimática, es posible estimar la actividad de la nitrogenasa midiendo la tasa de conversión del sustrato (N2 ) al producto (NH3 ) . Dado que el NH3 está involucrado en otras reacciones en la célula, a menudo es deseable marcar el sustrato con 15 N para proporcionar contabilidad o "balance de masa" del sustrato agregado. Un ensayo más común, el ensayo de reducción de acetileno o ARA, estima la actividad de la nitrogenasa aprovechando la capacidad de la enzima para reducir el gas acetileno a gas etileno. Estos gases se cuantifican fácilmente utilizando cromatografía de gases. [50] Aunque se utilizó por primera vez en un entorno de laboratorio para medir la actividad de la nitrogenasa en extractos de células de Clostridium pasteurianum , el ARA se ha aplicado a una amplia gama de sistemas de prueba, incluidos estudios de campo donde otras técnicas son difíciles de implementar. Por ejemplo, el ARA se utilizó con éxito para demostrar que las bacterias asociadas con las raíces del arroz experimentan ritmos estacionales y diurnos en la actividad de la nitrogenasa, que aparentemente estaban controlados por la planta. [51]

Lamentablemente, la conversión de los datos de los ensayos de nitrogenasa a moles reales de N 2 reducido (particularmente en el caso de ARA) no siempre es sencilla y puede subestimar o sobreestimar la tasa real por diversas razones. Por ejemplo, el H 2 compite con el N 2 pero no con el acetileno por la nitrogenasa (lo que lleva a sobreestimaciones de la nitrogenasa por ARA). Los ensayos en frascos o cámaras pueden producir impactos negativos en los sistemas microbianos como resultado de la contención o alteración del microambiente a través de la manipulación, lo que lleva a una subestimación de la nitrogenasa. A pesar de estas debilidades, estos ensayos son muy útiles para evaluar las tasas relativas o los patrones temporales de la actividad de la nitrogenasa.

Véase también

Referencias

  1. ^ Modak JM (2002). "Proceso Haber para la síntesis de amoníaco". Resonancia . 7 (9): 69–77. doi :10.1007/bf02836187. S2CID  195305228.
  2. ^ ab Burges BK, Lowe DJ (1996). "Mecanismo de la nitrogenasa del molibdeno". Chemical Reviews . 96 (7): 2983–3011. doi :10.1021/cr950055x. PMID  11848849.
  3. ^ Alleman AB, Peters JW (2023). "Mecanismos para generar electrones de bajo potencial en la diversidad metabólica de bacterias fijadoras de nitrógeno". Appl Environ Microbiol . 89 (5): e00378-23. doi :10.1128/aem.00378-23. PMC 10231201 . PMID  37154716. 
  4. ^ Lawson DM, Smith BE (2002). "Nitrogenasas de molibdeno: una visión cristalográfica y mecanicista". Iones metálicos en sistemas biológicos . 39 : 75–119. PMID  11913144.
  5. ^ Bjornsson R, Delgado-Jaime MU, Lima FA, Sippel D, Schlesier J, Weyhermüller T, Einsle O, Neese F, DeBeer S (2015). "Espectros XAS de molibdeno L-Edge de MoFe nitrogenasa". Z Anorg Allg Chem . 641 (1): 65–71. doi :10.1002/zaac.201400446. PMC 4510703 . PMID  26213424. 
  6. ^ Hales BJ (2004). "Vanadium Nitrogenase". Catalizadores para la fijación de nitrógeno: nitrogenasas, modelos químicos relevantes y procesos comerciales . Springer Netherlands. págs. 255–279. doi :10.1007/978-1-4020-3611-8_10. ISBN . 978-1-4020-3611-8.
  7. ^ Schneider K, Mueller A (2004). "Nitrogenasa de solo hierro: características catalíticas, estructurales y espectroscópicas excepcionales". Catalizadores para la fijación de nitrógeno: nitrogenasas, modelos químicos relevantes y procesos comerciales . Springer Netherlands. págs. 281–307. doi :10.1007/978-1-4020-3611-8_11. ISBN 978-1-4020-3611-8.
  8. ^ Yang J, Xie X, Wang X, Dixon R, Wang YP (septiembre de 2014). "Reconstrucción y requisitos genéticos mínimos para la nitrogenasa alternativa de solo hierro en Escherichia coli". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 111 (35): E3718-25. Bibcode :2014PNAS..111E3718Y. doi : 10.1073/pnas.1411185111 . PMC 4156695 . PMID  25139995. 
  9. ^ abcdefghijklmnopqr Hoffman BM, Lukoyanov D, Yang ZY, Dean DR, Seefeldt LC (abril de 2014). "Mecanismo de fijación de nitrógeno por la nitrogenasa: la siguiente etapa". Chemical Reviews . 114 (8): 4041–62. doi :10.1021/cr400641x. PMC 4012840 . PMID  24467365. 
  10. ^ ab Peters JW, Szilagyi RK (abril de 2006). "Explorando nuevas fronteras de la estructura y el mecanismo de la nitrogenasa". Current Opinion in Chemical Biology . Química bioinorgánica / Biocatálisis y biotransformación. 10 (2): 101–8. doi :10.1016/j.cbpa.2006.02.019. PMID  16510305.
  11. ^ ab Rubio LM, Ludden PW (2008). "Biosíntesis del cofactor hierro-molibdeno de la nitrogenasa". Revisión anual de microbiología . 62 (1): 93–111. doi : 10.1146/annurev.micro.62.081307.162737 . PMID  18429691.
  12. ^ Franche C, Lindström K, Elmerich C (diciembre de 2008). "Bacterias fijadoras de nitrógeno asociadas con plantas leguminosas y no leguminosas". Plantas y suelos . 321 (1–2): 35–59. doi :10.1007/s11104-008-9833-8. ISSN  0032-079X. S2CID  10892514.
  13. ^ ab Schneider K, Müller A (enero de 2004). Smith BE, Richards RL, Newton WE (eds.). Catalizadores para la fijación de nitrógeno . Fijación de nitrógeno: orígenes, aplicaciones y avances de la investigación. Springer Netherlands. págs. 281–307. doi :10.1007/978-1-4020-3611-8_11. ISBN 978-90-481-6675-6.
  14. ^ Sippel D, Einsle O (10 de julio de 2017). "La estructura de la nitrogenasa de vanadio revela un ligando puente inusual". Nature Chemical Biology . 13 (9): 956–960. doi :10.1038/nchembio.2428. PMC 5563456 . PMID  28692069. 
  15. ^ Schmidt, Frederik V.; Schulz, Luca; Zarzycki, Jan; Prinz, Simone; Oehlmann, Niels N.; Erb, Tobias J.; Rebelein, Johannes G. (7 de diciembre de 2023). "Información estructural sobre el complejo de la nitrogenasa de hierro". Nature Structural & Molecular Biology : 1–9. doi : 10.1038/s41594-023-01124-2 . ISSN  1545-9985. PMC 10803253 . 
  16. ^ abcde Burgess BK, Lowe DJ (noviembre de 1996). "Mecanismo de la nitrogenasa del molibdeno". Chemical Reviews . 96 (7): 2983–3012. doi :10.1021/cr950055x. PMID  11848849.
  17. ^ ab Wilson PE, Nyborg AC, Watt GD (julio de 2001). "Duplicación y extensión del modelo cinético de Thorneley y Lowe para la catálisis de la nitrogenasa de Klebsiella pneumoniae utilizando una plataforma de software MATHEMATICA". Química biofísica . 91 (3): 281–304. doi :10.1016/S0301-4622(01)00182-X. PMID  11551440.
  18. ^ Simpson FB, Burris RH (junio de 1984). "Una presión de nitrógeno de 50 atmósferas no impide la evolución del hidrógeno por la nitrogenasa". Science . 224 (4653): 1095–7. Bibcode :1984Sci...224.1095S. doi :10.1126/science.6585956. PMID  6585956.
  19. ^ Barney BM, Lee HI, Dos Santos PC, Hoffman BM, Dean DR, Seefeldt LC (mayo de 2006). "Rompiendo el triple enlace N2: perspectivas sobre el mecanismo de la nitrogenasa". Dalton Transactions (19): 2277–84. doi :10.1039/B517633F. PMID  16688314.
  20. ^ Yoo SJ, Angove HC, Papaefthymiou V, Burgess BK, Münck E (mayo de 2000). "Estudio de Mössbauer de la proteína MoFe de la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii mediante enriquecimiento selectivo de 57Fe de los centros M". Revista de la Sociedad Química Estadounidense . 122 (20): 4926–4936. doi :10.1021/ja000254k.
  21. ^ Lukoyanov D, Barney BM, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (enero de 2007). "Conexión de intermediarios de la nitrogenasa con el esquema cinético para la reducción de N2 mediante un protocolo de relajación e identificación del estado de unión de N2". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 104 (5): 1451–5. Bibcode :2007PNAS..104.1451L. doi : 10.1073/pnas.0610975104 . PMC 1785236 . PMID  17251348. 
  22. ^ ab Igarashi RY, Laryukhin M, Dos Santos PC, Lee HI, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (mayo de 2005). "Atrapamiento de H- unido al sitio activo del cofactor FeMo de la nitrogenasa durante la evolución de H2: caracterización mediante espectroscopia ENDOR". Journal of the American Chemical Society . 127 (17): 6231–41. doi :10.1021/ja043596p. PMID  15853328.
  23. ^ Doan PE, Telser J, Barney BM, Igarashi RY, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (noviembre de 2011). "La espectroscopia 57Fe ENDOR y el análisis del 'inventario electrónico' del intermediario de la nitrogenasa E4 sugieren que el núcleo de iones metálicos del cofactor FeMo pasa por un solo par redox". Journal of the American Chemical Society . 133 (43): 17329–40. doi :10.1021/ja205304t. PMC 3232045 . PMID  21980917. 
  24. ^ abcd Neese F (diciembre de 2005). "El ciclo de Yandulov/Schrock y la reacción de la nitrogenasa: vías de fijación del nitrógeno estudiadas mediante la teoría del funcional de la densidad". Angewandte Chemie . 45 (2): 196–9. doi :10.1002/anie.200502667. PMID  16342309.
  25. ^ abcd Hinnemann B, Nørskov JK (2008). "Catálisis por enzimas: la síntesis biológica de amoníaco". Temas de catálisis . 37 (1): 55–70. doi :10.1007/s11244-006-0002-0. S2CID  93357657.
  26. ^ ab Schrock RR (diciembre de 2005). "Reducción catalítica de dinitrógeno a amoníaco en un único centro de molibdeno". Accounts of Chemical Research . 38 (12): 955–62. doi :10.1021/ar0501121. PMC 2551323 . PMID  16359167. 
  27. ^ ab Rodriguez MM, Bill E, Brennessel WW, Holland PL (noviembre de 2011). "Reducción de N₂ e hidrogenación a amoníaco mediante un complejo molecular de hierro y potasio". Science . 334 (6057): 780–3. Bibcode :2011Sci...334..780R. doi :10.1126/science.1211906. PMC 3218428 . PMID  22076372. 
  28. ^ ab Anderson JS, Rittle J, Peters JC (septiembre de 2013). "Conversión catalítica de nitrógeno en amoníaco mediante un complejo modelo de hierro". Nature . 501 (7465): 84–7. Bibcode :2013Natur.501...84A. doi :10.1038/nature12435. PMC 3882122 . PMID  24005414. 
  29. ^ Chatt J, Dilworth JR, Richards RL (1978). "Avances recientes en la química de la fijación del nitrógeno". Chem. Rev. 78 ( 6): 589–625. doi :10.1021/cr60316a001.
  30. ^ Murakami J, Yamaguchi W (14 de mayo de 2012). "La reducción de N2 por cúmulos de tungsteno soportados proporciona un modelo del proceso por la nitrogenasa". Scientific Reports . 2 : 407. Bibcode :2012NatSR...2E.407M. doi :10.1038/srep00407. PMC 3350986 . PMID  22586517. 
  31. ^ Dilworth MJ, Eady RR (julio de 1991). "La hidrazina es un producto de la reducción del dinitrógeno por la vanadio-nitrogenasa de Azotobacter chroococcum". The Biochemical Journal . 277 (2): 465–8. doi :10.1042/bj2770465. PMC 1151257 . PMID  1859374. 
  32. ^ Hageman RV, Burris RH (junio de 1978). "La nitrogenasa y la nitrogenasa reductasa se asocian y disocian con cada ciclo catalítico". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 75 (6): 2699–702. Bibcode :1978PNAS...75.2699H. doi : 10.1073/pnas.75.6.2699 . PMC 392630 . PMID  275837. 
  33. ^ ab Georgiadis MM, Komiya H, Chakrabarti P, Woo D, Kornuc JJ, Rees DC (septiembre de 1992). "Estructura cristalográfica de la proteína de hierro nitrogenasa de Azotobacter vinelandii". Science . 257 (5077): 1653–9. Bibcode :1992Sci...257.1653G. doi :10.1126/science.1529353. PMID  1529353.
  34. ^ Seefeldt LC, Morgan TV, Dean DR, Mortenson LE (abril de 1992). "Mapeo del sitio(s) de interacción de MgATP y MgADP con la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii. La lisina 15 de la proteína de hierro desempeña un papel importante en la interacción de MgATP". The Journal of Biological Chemistry . 267 (10): 6680–8. doi : 10.1016/S0021-9258(19)50480-X . PMID  1313018.
  35. ^ Ryle MJ, Lanzilotta WN, Mortenson LE, Watt GD, Seefeldt LC (junio de 1995). "Evidencia de un papel central de la lisina 15 de la proteína de hierro nitrogenasa de Azotobacter vinelandii en la unión de nucleótidos y los cambios conformacionales de proteínas". The Journal of Biological Chemistry . 270 (22): 13112–7. doi : 10.1074/jbc.270.22.13112 . PMID  7768906.
  36. ^ ab Wolle D, Dean DR, Howard JB (noviembre de 1992). "Transducción de señales de grupos de nucleótidos, hierro y azufre en la proteína-hierro nitrogenasa: el papel de Asp125". Science . 258 (5084): 992–5. Bibcode :1992Sci...258..992W. doi :10.1126/science.1359643. PMID  1359643.
  37. ^ Cohn, Mildred; Hughes, Thomas R. (1962). "Espectros de resonancia magnética nuclear de adenosina di- y trifosfato". Journal of Biological Chemistry . 237 : 176–181. doi : 10.1016/S0021-9258(18)81382-5 .
  38. ^ ab Chen L, Gavini N, Tsuruta H, Eliezer D, Burgess BK, Doniach S, Hodgson KO (febrero de 1994). "Cambios conformacionales inducidos por MgATP en la proteína de hierro de Azotobacter vinelandii, estudiados mediante dispersión de rayos X de ángulo pequeño". The Journal of Biological Chemistry . 269 (5): 3290–4. doi : 10.1016/S0021-9258(17)41861-8 . PMID  8106367.
  39. ^ Seefeldt LC, Dance IG, Dean DR (febrero de 2004). "Interacciones del sustrato con la nitrogenasa: Fe versus Mo". Bioquímica . 43 (6): 1401–9. doi :10.1021/bi036038g. PMID  14769015.
  40. ^ Oelze J (octubre de 2000). "Protección respiratoria de la nitrogenasa en especies de Azotobacter: ¿es una hipótesis ampliamente aceptada que está inequívocamente respaldada por evidencia experimental?". FEMS Microbiology Reviews . 24 (4): 321–33. doi : 10.1111/j.1574-6976.2000.tb00545.x . PMID  10978541.
  41. ^ Ott, Thomas; van Dongen, Joost T.; Gu¨nther, Catrin; Krusell, Lene; Desbrosses, Guilhem; Vigeolas, Helene; Bock, Vivien; Czechowski, Tomasz; Geigenberger, Peter; Udvardi, Michael K. (29 de marzo de 2005). "Las leghemoglobinas simbióticas son cruciales para la fijación de nitrógeno en los nódulos de las raíces de las legumbres, pero no para el crecimiento y desarrollo general de las plantas". Current Biology . 15 (6): 531–535. doi :10.1016/j.cub.2005.01.042. ISSN  0960-9822. El análisis fisiológico de los nódulos de las plantas LbRNAi reveló la contribución crucial de las leghemoglobinas para establecer bajas concentraciones de oxígeno libre pero un alto estado energético en los nódulos, condiciones que son necesarias para una SNF eficaz.
  42. ^ ab Rivera-Ortiz JM, Burris RH (agosto de 1975). "Interacciones entre sustratos e inhibidores de la nitrogenasa". Journal of Bacteriology . 123 (2): 537–45. doi :10.1128/JB.123.2.537-545.1975. PMC 235759 . PMID  1150625. 
  43. ^ ab Schrauzer GN (agosto de 1975). "Simulación no enzimática de reacciones de nitrogenasa y el mecanismo de fijación biológica del nitrógeno". Angewandte Chemie . 14 (8): 514–22. doi :10.1002/anie.197505141. PMID  810048.
  44. ^ abc Seefeldt LC, Rasche ME, Ensign SA (abril de 1995). "Sulfuro de carbonilo y dióxido de carbono como nuevos sustratos, y disulfuro de carbono como un nuevo inhibidor de la nitrogenasa". Bioquímica . 34 (16): 5382–9. doi :10.1021/bi00016a009. PMID  7727396.
  45. ^ abc Rasche ME, Seefeldt LC (julio de 1997). "Reducción de tiocianato, cianato y disulfuro de carbono por nitrogenasa: caracterización cinética y análisis espectroscópico EPR". Bioquímica . 36 (28): 8574–85. doi :10.1021/bi970217e. PMID  9214303.
  46. ^ Guth JH, Burris RH (octubre de 1983). "Inhibición de la formación de NH3 catalizada por nitrogenasa por H2". Bioquímica . 22 (22): 5111–22. doi :10.1021/bi00291a010. PMID  6360203.
  47. ^ Li J, Goldschmidt-Clermont M, Timko MP (diciembre de 1993). "La chlB codificada por cloroplastos es necesaria para la actividad de la protoclorofilida reductasa independiente de la luz en Chlamydomonas reinhardtii". The Plant Cell . 5 (12): 1817–29. doi :10.1105/tpc.5.12.1817. PMC 160407 . PMID  8305874. 
  48. ^ ab Staples CR, Lahiri S, Raymond J, Von Herbulis L, Mukhophadhyay B, Blankenship RE (octubre de 2007). "Expresión y asociación de homólogos de la nitrogenasa del grupo IV NifD y NifH en la arquea no fijadora de nitrógeno Methanocaldococcus jannaschii". Journal of Bacteriology . 189 (20): 7392–8. doi :10.1128/JB.00876-07. PMC 2168459 . PMID  17660283. 
  49. ^ Raymond J, Siefert JL, Staples CR, Blankenship RE (marzo de 2004). "La historia natural de la fijación del nitrógeno". Biología molecular y evolución . 21 (3): 541–54. doi : 10.1093/molbev/msh047 . PMID  14694078.
  50. ^ Dilworth MJ (octubre de 1966). "Reducción de acetileno mediante preparaciones fijadoras de nitrógeno de Clostridium pasteurianum". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Temas generales . 127 (2): 285–94. doi :10.1016/0304-4165(66)90383-7. PMID  5964974.
  51. ^ Sims GK, Dunigan EP (1984). "Variaciones diurnas y estacionales en la actividad de la nitrogenasa (reducción de C 2 H 2 ) de las raíces del arroz". Soil Biology and Biochemistry . 16 : 15–18. doi :10.1016/0038-0717(84)90118-4.

Lectura adicional

Enlaces externos