En biología, la fluidez de la membrana se refiere a la viscosidad de la bicapa lipídica de una membrana celular o de una membrana lipídica sintética . La acumulación de lípidos puede influir en la fluidez de la membrana. La viscosidad de la membrana puede afectar la rotación y difusión de proteínas y otras biomoléculas dentro de la membrana, lo que afecta las funciones de estas cosas. [1]
La fluidez de la membrana se ve afectada por los ácidos grasos. Más específicamente, el hecho de que los ácidos grasos sean saturados o insaturados tiene un efecto sobre la fluidez de la membrana. Los ácidos grasos saturados no tienen enlaces dobles en la cadena de hidrocarburos y la cantidad máxima de hidrógeno. La ausencia de enlaces dobles disminuye la fluidez. Los ácidos grasos insaturados tienen al menos un enlace doble, lo que crea una "torcedura" en la cadena. El enlace doble aumenta la fluidez. Si bien la adición de un enlace doble aumenta la temperatura de fusión, la investigación realizada por Xiaoguang Yang et. al. respalda que cuatro o más enlaces dobles tienen una correlación directa con la fluidez de la membrana. La fluidez de la membrana también se ve afectada por el colesterol. [2] El colesterol puede hacer que la membrana celular sea fluida y rígida.
La fluidez de la membrana puede verse afectada por varios factores. [1] Los principales factores que afectan la fluidez de la membrana son ambientales (es decir, la temperatura) y composicionales. [3] Una forma de aumentar la fluidez de la membrana es calentarla. Los lípidos adquieren energía térmica cuando se calientan; los lípidos energéticos se mueven más, ordenándose y reordenándose aleatoriamente, lo que hace que la membrana sea más fluida. A bajas temperaturas, los lípidos se ordenan y organizan lateralmente en la membrana, y las cadenas lipídicas están principalmente en la configuración todo-trans y se empaquetan bien juntas.
La temperatura de fusión de una membrana se define como la temperatura a través de la cual la membrana pasa de una organización cristalina a una organización fluida, o viceversa. Esta transición de fase no es una transición de estado real, pero los dos niveles de organización son muy similares a un estado sólido y líquido.
La composición de una membrana también puede afectar su fluidez. Los fosfolípidos de membrana incorporan cadenas de acilo graso de longitud y saturación variables . Los lípidos con cadenas más cortas son menos rígidos y menos viscosos porque son más susceptibles a cambios en la energía cinética debido a su menor tamaño molecular y tienen menos área de superficie para sufrir fuerzas estabilizadoras de London con cadenas hidrofóbicas vecinas. Las moléculas con dobles enlaces carbono-carbono ( insaturadas ) son más rígidas que las que están saturadas con hidrógenos, ya que los dobles enlaces no pueden girar libremente. Como resultado, la presencia de cadenas de acilo graso con dobles enlaces insaturados hace que sea más difícil para los lípidos empaquetarse juntos al generar dobleces en la cadena de hidrocarburos que de otro modo estaría enderezada. Si bien los lípidos insaturados pueden tener enlaces individuales más rígidos, las membranas hechas con tales lípidos son más fluidas porque los lípidos individuales no pueden empaquetarse tan firmemente como los lípidos saturados y, por lo tanto, tienen puntos de fusión más bajos : se requiere menos energía térmica para lograr el mismo nivel de fluidez que las membranas hechas con lípidos con cadenas de hidrocarburos saturadas. [1] Se sabe que la incorporación de lípidos específicos, como la esfingomielina , en membranas lipídicas sintéticas endurece la membrana. Estas membranas pueden describirse como "un estado vítreo, es decir, rígidas pero sin orden cristalino". [4]
El colesterol actúa como un regulador bidireccional de la fluidez de la membrana porque a altas temperaturas, estabiliza la membrana y eleva su punto de fusión, mientras que a bajas temperaturas se intercala entre los fosfolípidos y evita que se agrupen y se endurezcan. También se sabe que algunos fármacos, p. ej., el Losartan , alteran la viscosidad de la membrana. [4] Otra forma de cambiar la fluidez de la membrana es cambiar la presión. [1] En el laboratorio, se pueden hacer bicapas y monocapas lipídicas soportadas artificialmente. En tales casos, todavía se puede hablar de fluidez de membrana. Estas membranas están sostenidas por una superficie plana, p. ej., el fondo de una caja. La fluidez de estas membranas se puede controlar mediante la presión lateral aplicada, p. ej., por las paredes laterales de una caja.
Los dominios lipídicos discretos con diferente composición y, por lo tanto, fluidez de membrana, pueden coexistir en membranas lipídicas modelo; esto se puede observar utilizando microscopía de fluorescencia . [4] Se plantea la hipótesis de que el análogo biológico, " balsa lipídica ", existe en las membranas celulares y realiza funciones biológicas. [5] Además, una estrecha capa lipídica anular de lípidos de membrana en contacto con proteínas integrales de membrana tiene baja fluidez en comparación con los lípidos a granel en las membranas biológicas , ya que estas moléculas lipídicas permanecen adheridas a la superficie de las macromoléculas proteicas .
La fluidez de la membrana se puede medir con resonancia de espín electrónico , fluorescencia , espectroscopia de fuerza basada en microscopía de fuerza atómica o espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio . Las mediciones de resonancia de espín electrónico implican la observación del comportamiento de la sonda de espín en la membrana. Los experimentos de fluorescencia implican la observación de sondas fluorescentes incorporadas a la membrana. Los experimentos de microscopía de fuerza atómica pueden medir la fluidez en parches sintéticos [6] o aislados de membranas nativas. [7] La espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio en estado sólido implica la observación de lípidos deuterados. [1] Las técnicas son complementarias en el sentido de que operan en diferentes escalas de tiempo.
La fluidez de la membrana se puede describir mediante dos tipos diferentes de movimiento: rotacional y lateral. En la resonancia de espín electrónico, el tiempo de correlación rotacional de las sondas de espín se utiliza para caracterizar cuánta restricción impone la membrana a la sonda. En la fluorescencia, se puede utilizar la anisotropía de estado estable de la sonda, además del tiempo de correlación de rotación de la sonda fluorescente. [1] Las sondas fluorescentes muestran un grado variable de preferencia por estar en un entorno de movimiento restringido. En membranas heterogéneas, algunas sondas solo se encontrarán en regiones de mayor fluidez de membrana, mientras que otras solo se encontrarán en regiones de menor fluidez de membrana. [8] La preferencia de partición de las sondas también puede ser un indicador de la fluidez de la membrana. En la espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio, la orientación promedio del enlace carbono-deuterio del lípido deuterado da lugar a características espectroscópicas específicas. Las tres técnicas pueden dar alguna medida de la orientación promediada en el tiempo de la molécula (sonda) relevante, que es indicativa de la dinámica rotacional de la molécula. [1]
El movimiento lateral de las moléculas dentro de la membrana se puede medir mediante diversas técnicas de fluorescencia: la recuperación de la fluorescencia después del fotoblanqueo implica fotoblanquear una membrana marcada de manera uniforme con un haz de láser intenso y medir cuánto tardan las sondas fluorescentes en difundirse nuevamente en el punto fotoblanqueado. [1] La espectroscopia de correlación de fluorescencia monitorea las fluctuaciones en la intensidad de fluorescencia medidas a partir de una pequeña cantidad de sondas en un espacio pequeño. Estas fluctuaciones se ven afectadas por el modo de difusión lateral de la sonda. El seguimiento de partículas individuales implica seguir la trayectoria de moléculas fluorescentes o partículas de oro unidas a una biomolécula y aplicar análisis estadístico para extraer información sobre la difusión lateral de la partícula rastreada. [9]
Un estudio de los anchos de línea centrales de los espectros de resonancia de espín electrónico de las membranas tilacoides y las dispersiones acuosas de sus lípidos extraídos totales , marcados con una etiqueta de espín de ácido esteárico (que tiene una fracción de espín o doxilo en los carbonos 5, 7, 9, 12, 13, 14 y 16, con referencia al grupo carbonilo), revela un gradiente de fluidez . La disminución del ancho de línea desde los carbonos 5 al 16 representa un grado creciente de libertad de movimiento ( gradiente de fluidez ) desde el lado del grupo de cabeza hasta el terminal de metilo tanto en las membranas nativas como en su extracto lipídico acuoso (una estructura liposomal multilamelar, típica de la organización de la bicapa lipídica ). Este patrón apunta a la similitud de la organización de la bicapa lipídica tanto en las membranas nativas como en los liposomas . Esta observación es fundamental, ya que las membranas tilacoides que comprenden principalmente galactolípidos , contienen solo un 10% de fosfolípidos , a diferencia de otras membranas biológicas que consisten principalmente en fosfolípidos. Las proteínas en las membranas tilacoidales de los cloroplastos aparentemente restringen la movilidad segmentaria de las cadenas de acilo graso lipídico desde los carbonos 9 al 16 en comparación con sus contrapartes liposomales. Sorprendentemente, las cadenas de acilo graso liposomales están más restringidas en las posiciones de carbono 5 y 7 en comparación con estas posiciones en las membranas tilacoidales. Esto se puede explicar como debido al efecto de restricción del movimiento en estas posiciones, debido al impedimento estérico por los grandes grupos de cabezas de clorofila , especialmente en los liposomas. Sin embargo, en las membranas tilacoidales nativas, las clorofilas están principalmente complejadas con proteínas como complejos de captación de luz y pueden no estar en gran medida libres para restringir la fluidez de los lípidos, como tal. [10]
Los coeficientes de difusión de los análogos lipídicos fluorescentes son de aproximadamente 10 −8 cm 2 /s en membranas lipídicas fluidas. En membranas lipídicas en gel y biomembranas naturales, los coeficientes de difusión son de aproximadamente 10 −11 cm 2 /s a 10 −9 cm 2 /s. [1]
La fusión de membranas lipídicas cargadas, como el 1,2-dimiristoil-sn-glicero-3-fosfoglicerol, puede tener lugar en un amplio rango de temperaturas. Dentro de este rango de temperaturas, estas membranas se vuelven muy viscosas. [4]
Se sabe que los microorganismos sometidos a estrés térmico alteran la composición lipídica de su membrana celular (véase adaptación homeoviscosa ). Esta es una de las formas en que pueden ajustar la fluidez de su membrana en respuesta a su entorno. [1] Se sabe que la fluidez de la membrana afecta la función de las biomoléculas que residen dentro o asociadas con la estructura de la membrana. Por ejemplo, la unión de algunas proteínas periféricas depende de la fluidez de la membrana. [11] La difusión lateral (dentro de la matriz de la membrana) de enzimas relacionadas con la membrana puede afectar las velocidades de reacción. [1] En consecuencia, las funciones dependientes de la membrana, como la fagocitosis y la señalización celular , pueden regularse mediante la fluidez de la membrana celular. [12]
