En biología, la fluidez de la membrana se refiere a la viscosidad de la bicapa lipídica de una membrana celular o de una membrana lipídica sintética . El empaquetamiento de lípidos puede influir en la fluidez de la membrana. La viscosidad de la membrana puede afectar la rotación y difusión de proteínas y otras biomoléculas dentro de la membrana, afectando así las funciones de estas cosas. [1]
La fluidez de la membrana se ve afectada por los ácidos grasos. Más específicamente, el hecho de que los ácidos grasos sean saturados o insaturados tiene un efecto sobre la fluidez de la membrana. Los ácidos grasos saturados no tienen dobles enlaces en la cadena de hidrocarburos y tienen la máxima cantidad de hidrógeno. La ausencia de dobles enlaces aumenta la fluidez. Los ácidos grasos insaturados tienen al menos un doble enlace, lo que crea un "torcedura" en la cadena. El doble enlace disminuye la fluidez. Si bien la adición de un doble enlace aumenta la temperatura de fusión, la investigación realizada por Xiaoguang Yang et. Alabama. apoya que cuatro o más dobles enlaces tienen una correlación directa con la fluidez de la membrana. La fluidez de la membrana también se ve afectada por el colesterol. [2] El colesterol puede hacer que la membrana celular sea fluida y rígida.
La fluidez de la membrana puede verse afectada por varios factores. [1] Los principales factores que afectan la fluidez de la membrana son ambientales (es decir, temperatura) y de composición. [3] Una forma de aumentar la fluidez de la membrana es calentarla. Los lípidos adquieren energía térmica cuando se calientan; Los lípidos energéticos se mueven más, ordenándose y reorganizándose aleatoriamente, haciendo que la membrana sea más fluida. A bajas temperaturas, los lípidos están ordenados y organizados lateralmente en la membrana, y las cadenas lipídicas están en su mayoría en configuración totalmente trans y se empaquetan bien entre sí.
La temperatura de fusión de una membrana se define como la temperatura a través de la cual la membrana pasa de una organización cristalina a una fluida, o viceversa. Esta transición de fase no es una transición de estado real, pero los dos niveles de organizaciones son muy similares a un estado sólido y líquido.
La composición de una membrana también puede afectar a su fluidez. Los fosfolípidos de membrana incorporan cadenas de acilo graso de longitud y saturación variables . Los lípidos con cadenas más cortas son menos rígidos y menos viscosos porque son más susceptibles a cambios en la energía cinética debido a su tamaño molecular más pequeño y tienen menos superficie para sufrir fuerzas de London estabilizadoras con cadenas hidrofóbicas vecinas. Las moléculas con dobles enlaces carbono-carbono ( insaturados ) son más rígidas que las que están saturadas con hidrógenos, ya que los dobles enlaces no pueden girar libremente. Como resultado, la presencia de cadenas de acilo graso con dobles enlaces insaturados dificulta que los lípidos se empaqueten entre sí al doblar la cadena de hidrocarburo que de otro modo se enderezaría. Si bien los lípidos insaturados pueden tener enlaces individuales más rígidos, las membranas hechas con dichos lípidos son más fluidas porque los lípidos individuales no pueden compactarse tan estrechamente como los lípidos saturados y, por lo tanto, tienen puntos de fusión más bajos : se requiere menos energía térmica para lograr el mismo nivel de fluidez que las membranas. elaborado con lípidos con cadenas de hidrocarburos saturadas. [1] Se sabe que la incorporación de lípidos particulares, como la esfingomielina , en membranas lipídicas sintéticas endurece una membrana. Dichas membranas pueden describirse como "en estado vítreo, es decir, rígidas pero sin orden cristalino". [4]
El colesterol actúa como un regulador bidireccional de la fluidez de la membrana porque a altas temperaturas estabiliza la membrana y eleva su punto de fusión, mientras que a bajas temperaturas se intercala entre los fosfolípidos e impide que se agrupen y se endurezcan. También se sabe que algunos fármacos, por ejemplo losartán , alteran la viscosidad de la membrana. [4] Otra forma de cambiar la fluidez de la membrana es cambiar la presión. [1] En el laboratorio, las bicapas y monocapas lipídicas soportadas se pueden fabricar artificialmente. En tales casos todavía se puede hablar de fluidez de membrana. Estas membranas están sostenidas por una superficie plana, por ejemplo, el fondo de una caja. La fluidez de estas membranas puede controlarse mediante la presión lateral aplicada, por ejemplo, por las paredes laterales de una caja.
En las membranas lipídicas modelo pueden coexistir dominios lipídicos discretos con diferente composición y, por tanto, fluidez de la membrana; esto se puede observar mediante microscopía de fluorescencia . [4] Se supone que el análogo biológico, la ' balsa de lípidos ', existe en las membranas celulares y realiza funciones biológicas. [5] Además, una capa lipídica anular estrecha de lípidos de membrana en contacto con proteínas integrales de membrana tiene baja fluidez en comparación con los lípidos a granel en las membranas biológicas , ya que estas moléculas lipídicas permanecen adheridas a la superficie de las macromoléculas proteicas .
La fluidez de la membrana se puede medir con resonancia de espín electrónico , fluorescencia , espectroscopia de fuerza basada en microscopía de fuerza atómica o espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio . Las mediciones de resonancia de espín electrónico implican observar el comportamiento de la sonda de espín en la membrana. Los experimentos de fluorescencia implican observar sondas fluorescentes incorporadas a la membrana. Los experimentos de microscopía de fuerza atómica pueden medir la fluidez en parches sintéticos [6] o aislados de membranas nativas. [7] La espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio en estado sólido implica la observación de lípidos deuterados. [1] Las técnicas son complementarias porque operan en diferentes escalas de tiempo.
La fluidez de la membrana se puede describir mediante dos tipos diferentes de movimiento: rotacional y lateral. En la resonancia de espín electrónico, el tiempo de correlación rotacional de las sondas de espín se utiliza para caracterizar cuánta restricción impone la membrana a la sonda. En fluorescencia, se puede utilizar la anisotropía en estado estacionario de la sonda, además del tiempo de correlación de rotación de la sonda fluorescente. [1] Las sondas fluorescentes muestran distintos grados de preferencia por estar en un entorno de movimiento restringido. En membranas heterogéneas, algunas sondas sólo se encontrarán en regiones de mayor fluidez de la membrana, mientras que otras sólo se encontrarán en regiones de menor fluidez de la membrana. [8] La preferencia de partición de las sondas también puede ser un indicador de la fluidez de la membrana. En la espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio, la orientación promedio del enlace carbono-deuterio del lípido deuterado da lugar a características espectroscópicas específicas. Las tres técnicas pueden dar alguna medida de la orientación promediada en el tiempo de la molécula relevante (sonda), lo que es indicativo de la dinámica rotacional de la molécula. [1]
El movimiento lateral de las moléculas dentro de la membrana se puede medir mediante varias técnicas de fluorescencia: la recuperación de la fluorescencia después del fotoblanqueo implica fotoblanquear una membrana uniformemente marcada con un intenso rayo láser y medir cuánto tiempo tardan las sondas fluorescentes en volver a difundirse en el punto fotoblanqueado. [1] La espectroscopia de correlación de fluorescencia monitorea las fluctuaciones en la intensidad de la fluorescencia medidas desde una pequeña cantidad de sondas en un espacio pequeño. Estas fluctuaciones se ven afectadas por el modo de difusión lateral de la sonda. El seguimiento de una sola partícula implica seguir la trayectoria de moléculas fluorescentes o partículas de oro adheridas a una biomolécula y aplicar análisis estadístico para extraer información sobre la difusión lateral de la partícula rastreada. [9]
Un estudio de los anchos de línea central de los espectros de resonancia de espín electrónico de las membranas de tilacoides y las dispersiones acuosas de sus lípidos extraídos totales , marcados con una etiqueta de espín de ácido esteárico (que tiene espín o resto doxilo en los carbonos 5,7,9,12,13,14 y 16). con referencia al grupo carbonilo), revela un gradiente de fluidez . La disminución del ancho de línea del carbono 5 al 16 representa un grado creciente de libertad de movimiento ( gradiente de fluidez ) desde el lado del grupo de cabeza hasta el terminal metilo tanto en las membranas nativas como en su extracto lipídico acuoso (una estructura liposomal multilaminar, típica de la organización de bicapa lipídica ). Este patrón apunta a la similitud de la organización de la bicapa lipídica tanto en las membranas nativas como en los liposomas . Esta observación es crítica, ya que las membranas tilacoides que comprenden en gran parte galactolípidos , contienen sólo un 10% de fosfolípidos , a diferencia de otras membranas biológicas que consisten principalmente en fosfolípidos. Las proteínas en las membranas tilacoides del cloroplasto , aparentemente, restringen la movilidad segmentaria de la cadena de acilo graso lipídico del carbono 9 al 16 en comparación con sus contrapartes liposomales. Sorprendentemente, las cadenas de acilo graso liposomales están más restringidas en las posiciones de carbono 5 y 7 en comparación con estas posiciones en las membranas de tilacoides. Esto se explica debido al efecto de restricción del movimiento en estas posiciones, debido al impedimento estérico por grandes grupos de cabeza de clorofila , especialmente en los liposomas. Sin embargo, en las membranas tilacoides nativas, las clorofilas se complejan principalmente con proteínas como complejos captadores de luz y es posible que no estén en gran medida libres para restringir la fluidez de los lípidos, como tales. [10]
Los coeficientes de difusión de los análogos de lípidos fluorescentes son de aproximadamente 10 −8 cm 2 /s en membranas lipídicas fluidas. En las membranas lipídicas en gel y en las biomembranas naturales, los coeficientes de difusión son aproximadamente de 10 −11 cm 2 /s a 10 −9 cm 2 /s. [1]
La fusión de membranas lipídicas cargadas, como el 1,2-dimiristoil-sn-glicero-3-fosfoglicerol, puede tener lugar en un amplio rango de temperaturas. Dentro de este rango de temperaturas, estas membranas se vuelven muy viscosas. [4]
Se sabe que los microorganismos sometidos a estrés térmico alteran la composición lipídica de su membrana celular (ver adaptación homeoviscosa ). Ésta es una forma en que pueden ajustar la fluidez de su membrana en respuesta a su entorno. [1] Se sabe que la fluidez de la membrana afecta la función de las biomoléculas que residen dentro o asociadas con la estructura de la membrana. Por ejemplo, la unión de algunas proteínas periféricas depende de la fluidez de la membrana. [11] La difusión lateral (dentro de la matriz de la membrana) de enzimas relacionadas con la membrana puede afectar las velocidades de reacción. [1] En consecuencia, las funciones dependientes de la membrana, como la fagocitosis y la señalización celular , pueden regularse mediante la fluidez de la membrana celular. [12]
