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Xenobiología

La xenobiología ( XB ) es un subcampo de la biología sintética , el estudio de la síntesis y manipulación de dispositivos y sistemas biológicos. [1] El nombre "xenobiología" deriva de la palabra griega xenos , que significa "extraño, alienígena". La xenobiología es una forma de biología que no es (todavía) familiar para la ciencia y no se encuentra en la naturaleza. [2] En la práctica, describe nuevos sistemas biológicos y bioquímicas que difieren del sistema canónico ADN - ARN de 20 aminoácidos (véase el dogma central de la biología molecular ). Por ejemplo, en lugar de ADN o ARN, la XB explora análogos de ácidos nucleicos , denominados ácidos nucleicos xeno (XNA) como portadores de información. [3] También se centra en un código genético expandido [4] y la incorporación de aminoácidos no proteinogénicos , o "xenoaminoácidos" en proteínas. [5] [6]

Diferencia entre xenobiología, exobiología y astrobiología

"Astro" significa "estrella" y "exo" significa "afuera". Tanto la exobiología como la astrobiología se ocupan de la búsqueda de vida que ha evolucionado de forma natural en el Universo, sobre todo en otros planetas de la zona habitable circunestelar . (A veces también se las denomina xenobiología. [2] ) Mientras que los astrobiólogos se ocupan de la detección y el análisis de la vida en otras partes del Universo, la xenobiología intenta diseñar formas de vida con una bioquímica o un código genético diferentes a los del planeta Tierra. [2]

Objetivos

Enfoque científico

En xenobiología, el objetivo es diseñar y construir sistemas biológicos que difieran de sus contrapartes naturales en uno o más niveles fundamentales. Lo ideal sería que estos organismos nuevos en la naturaleza fueran diferentes en todos los aspectos bioquímicos posibles y exhibieran un código genético muy diferente. [13] El objetivo a largo plazo es construir una célula que almacene su información genética no en ADN sino en un polímero informativo alternativo que consiste en ácidos nucleicos xeno (XNA), diferentes pares de bases, utilizando aminoácidos no canónicos y un código genético alterado. Hasta ahora se han construido células que incorporan solo una o dos de estas características.

Ácidos xenonucleicos (XNA)

Originalmente, esta investigación sobre formas alternativas de ADN fue impulsada por la pregunta de cómo evolucionó la vida en la Tierra y por qué el ARN y el ADN fueron seleccionados por la evolución (química) sobre otras posibles estructuras de ácidos nucleicos. [14] Dos hipótesis para la selección del ARN y el ADN como columna vertebral de la vida son que o bien se ven favorecidos bajo las condiciones de vida de la Tierra, o estaban presentes casualmente en la química anterior a la vida y continúan utilizándose ahora. [15] Los estudios experimentales sistemáticos que apuntan a la diversificación de la estructura química de los ácidos nucleicos han dado como resultado biopolímeros informativos completamente nuevos. Hasta ahora, se han sintetizado varios XNA con nuevas columnas químicas o grupo saliente del ADN, [3] [ 16] [17] [18] por ejemplo: ácido nucleico de hexosa (HNA); ácido nucleico de treosa (TNA), [19] ácido nucleico de glicol (GNA) ácido nucleico de ciclohexenilo (CeNA). [20] La incorporación de XNA en un plásmido, que involucra 3 codones HNA, se logró ya en 2003. [21] Este XNA se utiliza in vivo (E coli) como plantilla para la síntesis de ADN. Este estudio, utilizando un casete genético binario (G/T) y dos bases no-ADN (Hx/U), se extendió a CeNA, mientras que GNA parece ser demasiado extraño en este momento para el sistema biológico natural como para ser utilizado como plantilla para la síntesis de ADN. [22] Las bases extendidas que utilizan una cadena principal de ADN natural podrían, de la misma manera, ser transliteradas a ADN natural, aunque en un grado más limitado. [23]

Además de usarse como extensiones de cadenas de ADN molde, la actividad de XNA se ha probado para su uso como catalizadores genéticos . Aunque las proteínas son los componentes más comunes de la actividad enzimática celular , los ácidos nucleicos también se utilizan en la célula para catalizar reacciones. Un estudio de 2015 encontró varios tipos diferentes de XNA, más notablemente FANA (ácidos nucleicos 2'-fluoroarabino), así como HNA, CeNA y ANA (ácidos nucleicos arabino) que podrían usarse para escindir ARN durante el procesamiento postranscripcional del ARN actuando como enzimas XNA, de ahí el nombre XNAzimas. Las XNAzimas FANA también mostraron la capacidad de ligar sustratos de ADN, ARN y XNA. [15] Aunque los estudios de XNAzimas aún son preliminares, este estudio fue un paso en la dirección de la búsqueda de componentes de circuitos sintéticos que sean más eficientes que los que contienen contrapartes de ADN y ARN que pueden regular ADN, ARN y sus propios sustratos, XNA.

Ampliando el alfabeto genético

Mientras que los XNA han modificado las cadenas principales, otros experimentos apuntan a la sustitución o ampliación del alfabeto genético del ADN con pares de bases no naturales. Por ejemplo, se ha diseñado ADN que tiene, en lugar de las cuatro bases estándar A, T, G y C, seis bases A, T, G, C y las dos nuevas P y Z (donde Z representa 6-Amino-5-nitro3-(l'-pD-2'-desoxirribofuranosil)-2(1H)-piridona, y P representa 2-Amino-8-(1-beta-D-2'-desoxirribofuranosil)imidazo[1,2-a]-1,3,5-triazin-4 (8H)). [24] [25] [26] En un estudio sistemático, Leconte et al. probaron la viabilidad de 60 bases candidatas (lo que produjo potencialmente 3600 pares de bases) para su posible incorporación en el ADN. [27]

En 2002, Hirao et al. desarrollaron un par de bases no natural entre 2-amino-8-(2-tienil)purina (s) y piridina-2-ona (y) que funciona in vitro en la transcripción y traducción hacia un código genético para la síntesis de proteínas que contiene un aminoácido no estándar. [28] En 2006, crearon 7-(2-tienil)imidazo[4,5-b]piridina (Ds) y pirrol-2-carbaldehído (Pa) como un tercer par de bases para la replicación y la transcripción, [29] y posteriormente, se descubrió que Ds y 4-[3-(6-aminohexanamido)-1-propinil]-2-nitropirrol (Px) eran un par de alta fidelidad en la amplificación por PCR. [30] [31] En 2013, aplicaron el par Ds-Px a la generación de aptámeros de ADN mediante selección in vitro (SELEX) y demostraron que la expansión del alfabeto genético aumenta significativamente las afinidades de los aptámeros de ADN con las proteínas objetivo. [32]

En mayo de 2014, los investigadores anunciaron que habían introducido con éxito dos nuevos nucleótidos artificiales en el ADN bacteriano, junto con los cuatro nucleótidos naturales, y al incluir nucleótidos artificiales individuales en el medio de cultivo, pudieron pasar las bacterias 24 veces; no crearon ARNm ni proteínas capaces de usar los nucleótidos artificiales. [33] [34] [35]

Nuevas polimerasas

Ni el XNA ni las bases no naturales son reconocidas por las polimerasas naturales . Uno de los principales desafíos es encontrar o crear nuevos tipos de polimerasas que puedan replicar estas construcciones nuevas en la naturaleza. En un caso, se descubrió que una variante modificada de la transcriptasa inversa del VIH podía amplificar por PCR un oligonucleótido que contenía un par de bases de tercer tipo. [36] [37] Pinheiro et al. (2012) demostraron que el método de evolución y diseño de la polimerasa condujo con éxito al almacenamiento y recuperación de información genética (de menos de 100 pb de longitud) de seis polímeros genéticos alternativos basados ​​en arquitecturas de ácidos nucleicos simples que no se encuentran en la naturaleza, los xenoácidos nucleicos . [38]

Ingeniería del código genético

Uno de los objetivos de la xenobiología es reescribir el código genético . El enfoque más prometedor para cambiar el código es la reasignación de codones raramente utilizados o incluso no utilizados. [39] En un escenario ideal, el código genético se expande en un codón, habiéndose liberado así de su antigua función y reasignado completamente a un aminoácido no canónico (ncAA) ("expansión de código"). Como estos métodos son laboriosos de implementar, y se pueden aplicar algunos atajos ("ingeniería de código"), por ejemplo en bacterias que son auxotróficas para aminoácidos específicos y en algún punto del experimento se alimentan con análogos isoestructurales en lugar de los aminoácidos canónicos para los que son auxotróficas. En esa situación, los residuos de aminoácidos canónicos en las proteínas nativas se sustituyen con los ncAA. Incluso es posible la inserción de múltiples ncAA diferentes en la misma proteína. [40] Finalmente, el repertorio de 20 aminoácidos canónicos no solo se puede ampliar, sino también reducir a 19. [41] Al reasignar pares de ARN de transferencia (ARNt)/aminoacil-ARNt sintetasa, se puede cambiar la especificidad del codón. Las células dotadas de tales aminoacil-[ARNt sintetasas] son ​​capaces de leer secuencias de [ARNm] que no tienen sentido para la maquinaria de expresión génica existente. [42] Alteración del codón: los pares de ARNt sintetasas pueden conducir a la incorporación in vivo de los aminoácidos no canónicos en las proteínas. [43] [44] En el pasado, la reasignación de codones se hacía principalmente a escala limitada. Sin embargo, en 2013, Farren Isaacs y George Church de la Universidad de Harvard informaron sobre el reemplazo de los 321 codones de terminación TAG presentes en el genoma de E. coli con codones TAA sinónimos, demostrando así que las sustituciones masivas se pueden combinar en cepas de orden superior sin efectos letales. [45] Tras el éxito de este reemplazo de codones en todo el genoma, los autores continuaron y lograron la reprogramación de 13 codones en todo el genoma, lo que afectó directamente a 42 genes esenciales. [46]

Un cambio aún más radical en el código genético es el cambio de un codón triplete a un codón cuaternario e incluso quintillizo, del que fueron pioneros Sisido en sistemas libres de células [47] y Schultz en bacterias [48] . Finalmente, se pueden utilizar pares de bases no naturales para introducir nuevos aminoácidos en las proteínas [49] .

Evolución dirigida

El objetivo de sustituir el ADN por XNA también se puede alcanzar por otra vía, es decir, modificando el entorno en lugar de los módulos genéticos. Este enfoque ha sido demostrado con éxito por Marlière y Mutzel con la producción de una cepa de E. coli cuyo ADN está compuesto de nucleótidos estándar A, C y G, pero tiene el análogo sintético de timina 5-clorouracilo en lugar de timina (T) en las posiciones correspondientes de la secuencia. Estas células dependen entonces del 5-clorouracilo suministrado externamente para crecer, pero por lo demás se ven y se comportan como E. coli normales . Sin embargo, estas células aún no son completamente auxotróficas para la base Xeno, ya que todavía están creciendo con timina cuando esta se suministra al medio. [50]

Bioseguridad

Los sistemas xenobiológicos están diseñados para transmitir ortogonalidad a los sistemas biológicos naturales. Un organismo (aún hipotético) que utiliza XNA, [51] diferentes pares de bases y polimerasas y tiene un código genético alterado difícilmente podrá interactuar con formas naturales de vida a nivel genético. Por lo tanto, estos organismos xenobiológicos representan un enclave genético que no puede intercambiar información con células naturales. [52] Alterar la maquinaria genética de la célula conduce a una contención semántica. En analogía con el procesamiento de información en TI, este concepto de seguridad se denomina "cortafuegos genético". [2] [53] El concepto de cortafuegos genético parece superar una serie de limitaciones de los sistemas de seguridad anteriores. [54] [55] Una primera evidencia experimental del concepto teórico de cortafuegos genético se logró en 2013 con la construcción de un organismo genómicamente recodificado (GRO). En este GRO, todos los codones de parada UAG conocidos en E. coli fueron reemplazados por codones UAA, lo que permitió la eliminación del factor de liberación 1 y la reasignación de la función de traducción de UAG. El GRO exhibió una mayor resistencia al bacteriófago T7, lo que demuestra que los códigos genéticos alternativos reducen la compatibilidad genética. [56] Sin embargo, este GRO sigue siendo muy similar a su "padre" natural y no se puede considerar que tenga un cortafuegos genético. La posibilidad de reasignar la función de un gran número de tripletes abre la perspectiva de tener cepas que combinen XNA, nuevos pares de bases, nuevos códigos genéticos, etc. que no puedan intercambiar ninguna información con el mundo biológico natural. Independientemente de los cambios que conduzcan a un mecanismo de contención semántica en nuevos organismos, cualquier sistema bioquímico nuevo aún debe someterse a un examen toxicológico. XNA, nuevas proteínas, etc. podrían representar nuevas toxinas o tener un potencial alérgico que necesita ser evaluado. [57] [58]

Cuestiones de gobernanza y reglamentación

La xenobiología podría desafiar el marco regulatorio, ya que actualmente las leyes y directivas tratan sobre organismos genéticamente modificados y no mencionan directamente los organismos modificados química o genómicamente. Teniendo en cuenta que no se esperan organismos xenobiológicos reales en los próximos años, los responsables de las políticas tienen algo de tiempo para prepararse para un próximo desafío de gobernanza. Desde 2012, los siguientes grupos han retomado el tema como un tema de gobernanza en desarrollo: asesores de políticas en los EE. UU., [59] cuatro Juntas Nacionales de Bioseguridad en Europa, [60] la Organización Europea de Biología Molecular, [61] y el Comité Científico de Riesgos Sanitarios Emergentes y Recientemente Identificados (SCENIHR) de la Comisión Europea en tres opiniones (Definición, [62] metodologías de evaluación de riesgos y aspectos de seguridad, [63] y riesgos para el medio ambiente y la biodiversidad relacionados con la biología sintética y prioridades de investigación en el campo de la biología sintética. [64] ).

Véase también

Referencias

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