stringtranslate.com

Topoisomerasa

Las topoisomerasas de ADN (o topoisomerasas ) son enzimas que catalizan cambios en el estado topológico del ADN , interconvirtiendo formas relajadas y superenrolladas, especies enlazadas (catenadas) y no enlazadas, y ADN anudado y no anudado. [1] [2] Los problemas topológicos en el ADN surgen debido a la naturaleza entrelazada de su estructura de doble hélice, que, por ejemplo, puede conducir al enrollamiento excesivo del dúplex de ADN durante la replicación y transcripción del ADN . Si no se modifica, esta torsión eventualmente detendría las polimerasas de ADN o ARN involucradas en estos procesos de continuar a lo largo de la hélice de ADN. Un segundo desafío topológico resulta del enlace o enredo del ADN durante la replicación. Si no se resuelven, los enlaces entre el ADN replicado impedirán la división celular. Las topoisomerasas de ADN previenen y corrigen este tipo de problemas topológicos. Lo hacen uniéndose al ADN y cortando la cadena principal de azúcar y fosfato de una de las cadenas de ADN (topoisomerasas de tipo I) o de ambas (topoisomerasas de tipo II). Esta ruptura transitoria permite desenredar o desenrollar el ADN y, al final de estos procesos, la cadena principal del ADN se vuelve a sellar. Dado que la composición química general y la conectividad del ADN no cambian, el sustrato y el producto del ADN son isómeros químicos, que difieren solo en su topología.

Descubrimiento

La primera topoisomerasa de ADN fue descubierta en bacterias por James C. Wang en 1971 y fue inicialmente llamada proteína ω (omega); [3] ahora se llama topoisomerasa I de Escherichia coli ( E. coli ) (topo I) y es un representante de la familia de enzimas de tipo IA. Posteriormente, James Champoux y Renato Dulbecco encontraron una actividad similar en células eucariotas (hígado de rata) ; [4] la enzima responsable, la topo I eucariota, tiene un mecanismo distinto y es representativa de la familia de tipo IB. La primera topoisomerasa de tipo II que se descubrió fue la ADN girasa de bacterias, por Martin Gellert y colaboradores en 1976, [5] y también caracterizada por Nicholas Cozzarelli y colaboradores. [6] La ADN girasa cataliza la introducción de superenrollamientos negativos en el ADN y es la única enzima de tipo II que hace esto, todas las demás catalizan la relajación del ADN. Las enzimas de tipo II se diferencian mecánicamente de las de tipo I porque dependen del ATP y escinden transitoriamente ambas cadenas de ADN en lugar de solo una. Las topoisomerasas de tipo II se identificaron posteriormente en virus bacterianos y eucariotas. [7] [8] [9] Los códigos de las topoisomerasas EC son los siguientes: independiente del ATP (tipo I), EC 5.6.2.1; dependiente del ATP (tipo II): EC 5.6.2.2. La excepción entre las topoisomerasas de tipo I, la girasa inversa, que contiene un dominio de helicasa (EC 3.6.4.12) e introduce un superenrollamiento positivo de manera dependiente del ATP. Por lo tanto, es la única topoisomerasa de tipo I clasificada como EC 5.6.2.2 (Tabla 1).

Topología del ADN

La estructura de doble hélice del ADN implica el entrelazamiento de las dos cadenas de polinucleótidos una alrededor de la otra, lo que potencialmente da lugar a problemas topológicos. La topología del ADN se refiere al cruce de las dos cadenas de ADN que altera el giro de la doble hélice y da lugar a conformaciones terciarias del ADN, como superenrollamientos, nudos y catenanos. [10] Los posibles problemas topológicos asociados con la estructura de doble hélice del ADN se reconocieron poco después de que su estructura fuera elucidada por primera vez en 1953 por James Watson, Francis Crick y Rosalind Franklin [11] [12] [13] y desarrollada aún más por el trabajo de Max Delbruck y John Cairns. [14] [15] El ADN bicatenario circular cerrado se puede describir mediante 3 parámetros: número de enlace (Lk), giro (Tw) y contorsión (Wr) (Fig. 1). Donde Lk se refiere al número de veces que las dos hebras están unidas, Tw se refiere al número de vueltas helicoidales en el ADN, medido en relación con el eje helicoidal, y Wr cuantifica el enrollamiento de la trayectoria de la hélice de ADN en el espacio y a menudo se equipara con el "superenrollamiento".

Ilustración que muestra el ADN circular relajado y cómo los aumentos o disminuciones en el número de enlace resultan en cambios en los parámetros de torsión y contorsión del ADN, además de una ilustración del anudado y la catenación del ADN.
Figura 1. Descripción general de la topología del ADN. El número de enlace (Lk) describe la cantidad de veces que las dos hebras simples de ADN se cruzan entre sí en una molécula de ADN circular cerrada. Las moléculas de ADN relajadas tienen un número de enlace intrínseco (Lk 0 ) que corresponde a la torsión de las dos hebras simples una alrededor de la otra en la doble hélice, aproximadamente una vez cada 10,5 pares de bases (Tw 0 ~ 10,5). El superenrollamiento corresponde a aumentos o disminuciones del número de enlace (∆Lk) que resultan de procesos celulares como la transcripción y replicación del ADN (Figura 2). Los cambios en el número de enlace se adaptan a los cambios en el giro (torsión) (Tw) y la ondulación (Wr), que cambian la estructura y la mecánica del ADN. El anudado dentro de una molécula de ADN y los enlaces entre moléculas de ADN (catenanes) representan conformaciones topológicas de orden superior del ADN.

Los 3 parámetros están relacionados de la siguiente manera: Lk = Tw + Wr. Esta es una identidad matemática obtenida originalmente por Călugăreanu en 1959 [16] y se conoce como el teorema de Călugăreanu, o Călugăreanu–White–Fuller. [17] [18] Lk no se puede alterar sin romper una o ambas hebras de la hélice; Tw y Wr son interconvertibles y dependen de las condiciones de la solución. El superenrollamiento es un término vernáculo para el ADN con una diferencia de enlace distinta de cero, más correctamente denominada diferencia de enlace específica (σ = ΔLk/Lk 0 , donde Lk 0 es el número de enlace medio del círculo de ADN relajado). Se dice que el ADN está superenrollado positivamente si Lk es mayor que Lk 0 para el estado relajado (Lk-Lk o = ΔLk, ΔLk>0); Esto significa que Tw y/o Wr aumentan en relación con la molécula relajada. Por el contrario, el ADN está superenrollado negativamente si el Lk de la molécula es menor que el Lk 0 (ΔLk<0).

Las consecuencias de las perturbaciones topológicas en el ADN se ejemplifican con la replicación del ADN durante la cual las hebras del dúplex se separan; esta separación conduce a la formación de superenrollamientos positivos (sobreenrollamiento o sobretorsión del ADN) por delante de la horquilla de replicación y al entrelazamiento de las hebras hijas (precatenanes) por detrás [10] [19] (Fig. 2). Si los superenrollamientos positivos no se relajan, se impide la progresión de la horquilla de replicación, mientras que la imposibilidad de desvincular las hebras hijas impide la segregación del genoma, que es necesaria para la división celular. [20] La transcripción por la ARN polimerasa también genera un superenrollamiento positivo por delante y un superenrollamiento negativo por detrás del complejo transcripcional (Fig. 2). Este efecto se conoce como el modelo de dominio superenrollado gemelo, como lo describieron Leroy Liu y James Wang en 1987. [21] Estas perturbaciones topológicas deben resolverse para que el metabolismo del ADN continúe, lo que permite que la célula replique, transcriba y divida eficientemente el genoma para permitir la división celular y la vitalidad. Los nudos en el ADN se pueden encontrar en bacteriófagos y como productos de reacciones de recombinación. [10] En general, los nudos en el ADN son perjudiciales y deben eliminarse (por topoisomerasas). Los catenanos de ADN se forman tras la replicación de moléculas circulares y deben resolverse por topoisomerasas o recombinasas para permitir la separación adecuada de las moléculas hijas durante la división celular. Además de los aspectos perjudiciales de la topología del ADN que requieren resolución, también hay aspectos beneficiosos. Por ejemplo, la replicación del plásmido requiere un superenrollamiento negativo del origen, lo que facilita la fusión local y expone el ADN monocatenario necesario para iniciar la replicación. De manera similar, el inicio de la replicación desde el origen bacteriano principal oriC también requiere un superenrollamiento negativo. [22] [23] Además, la compactación del genoma de E. coli se logra en parte mediante superenrollamiento negativo.

Figura 2. Consecuencias topológicas del metabolismo del ADN. i) Durante la replicación del ADN, la separación de las hebras conduce a un superenrollamiento positivo antes del avance de la maquinaria proteica y a la formación de precatenanos detrás. Los precatenanos se forman cuando los dúplex recién sintetizados se envuelven entre sí y, si no se eliminan antes de completar la replicación, se forman moléculas de ADN encadenadas. ii) Durante la transcripción, la separación de las hebras conduce a un superenrollamiento positivo antes del avance de la maquinaria proteica y a la formación de un superenrollamiento negativo detrás. [1]

Tipos

Las topoisomerasas del ADN son enzimas que han evolucionado para resolver problemas topológicos en el ADN (Tabla 2). [10] Lo hacen mediante la rotura transitoria de una o ambas cadenas de ADN. Esto ha llevado a la clasificación de las topoisomerasas en dos tipos: tipo I, que catalizan reacciones que implican roturas transitorias de una sola cadena, y tipo II, que catalizan reacciones que implican roturas transitorias de doble cadena (Fig. 3; Tabla 2). Existen subtipos dentro de estas clasificaciones.

Figura 3. Resumen de los tipos de topoisomerasas y mecanismos catalíticos. Las topoisomerasas se clasifican en función de si catalizan roturas de ADN monocatenario (tipo I) o bicatenario (tipo II). Las topoisomerasas de tipo I se subdividen a su vez en tipo IA, IB e IC. El tipo IA forma un enlace covalente transitorio con el fosfato de ADN 5' y funciona a través de un mecanismo de paso de cadena. El tipo IB y el IC forman un enlace covalente transitorio con el fosfato de ADN 3' y funcionan a través de un mecanismo de rotación controlada. Las topoisomerasas de tipo II se subdividen a su vez en tipo IIA y IIB. Ambas forman un enlace covalente transitorio con el fosfato de ADN 5' de ambas cadenas del dúplex y funcionan a través de un mecanismo de paso de cadena.

Tipo I

Estas enzimas catalizan cambios en la topología del ADN a través de rupturas transitorias de la cadena simple del ADN. Las reacciones pueden ocurrir en sustratos de ADN tanto de cadena simple como de cadena doble y pueden proceder a través de un mecanismo de "giro" o "paso de cadena" (Fig. 3). La gama de reacciones incluye: relajación de la superenrollación del ADN, desanudamiento de círculos de cadena simple y decatenación, siempre que al menos un socio tenga una región de cadena simple. En el caso de la enzima arqueal, la girasa inversa, es posible la superenrollación positiva del ADN. [24]

Tipo IA

Los de tipo IA son monoméricos y se unen a segmentos monocatenarios de ADN. Introducen una ruptura transitoria de la cadena sencilla a través de la formación de un enlace tirosil-fosfato entre una tirosina en la enzima y un 5'-fosfato en el ADN. El segmento de ADN en el que se produce la ruptura se denomina "puerta" o segmento G, y su escisión permite el paso de otro segmento de ADN, el "transporte" o segmento T, en un proceso de "paso de cadena". [25] A esto le sigue la ligadura del segmento G. Para que se produzca el paso de cadena, el topo IA debe sufrir un cambio conformacional para abrir la puerta del ADN y permitir la transferencia del segmento T. Durante una reacción de relajación del ADN, este proceso cambia el número de enlace del ADN en +/-1 (Fig. 4). Entre los ejemplos de topoisomerasas de tipo IA se incluyen las topoisomerasas procariotas I y III, las topoisomerasas eucariotas IIIα y IIIβ y la enzima arqueal girasa inversa. La girasa inversa, que se encuentra en las arqueas termófilas, comprende una topoisomerasa de tipo IA acoplada a una helicasa y es la única enzima conocida que puede introducir superenrollamientos positivos en el ADN. [24] El gen que codifica la girasa inversa también se encuentra en algunos grupos de bacterias termófilas, a donde probablemente se transfirió mediante transferencia horizontal de genes desde las arqueas. [26]

Figura 4. Mecanismo de paso de cadena para topos de tipo IA. (1) El topo se une a la región del ssDNA del segmento G, (2) el segmento G se escinde. (3) La compuerta del ADN del topo se abre, (4) lo que permite la transferencia del segmento T a través de la cadena G escindida. (5) La compuerta del ADN se cierra, (6) y la cadena G se vuelve a ligar, cambiando el número de enlace en 1. (7) El topo puede luego pasar por otra ronda de relajación o disociarse del ADN. El topo de tipo IA (dominios 1-4) está en rosa, la tirosina del sitio activo es amarilla y el ADN es gris.

Tipo IB

Las topoisomerasas de tipo IB catalizan reacciones que implican roturas transitorias de una sola hebra del ADN mediante la formación de un enlace tirosil-fosfato entre una tirosina de la enzima y un fosfato 3' del ADN. En lugar de utilizar un mecanismo de paso de hebra, estas enzimas funcionan mediante un "giro" o "rotación controlada" de la hebra escindida alrededor de la hebra intacta. [27] Este mecanismo de rotación controlada se describió por primera vez para Vaccinia topo I [27] [28] y permite la rotación del ADN del extremo libre alrededor de la hebra intacta, a una velocidad controlada por la "fricción" dentro de la cavidad de la enzima, antes de que la muesca se vuelva a ligar (Fig. 3). Esto da como resultado un cambio variable del número de enlaces por cada evento de escisión y religación. Este mecanismo es distinto del de las enzimas de tipo IA, y los dos grupos de enzimas no están relacionados estructural y evolutivamente. Los ejemplos de topoisomerasas de tipo IB incluyen la topo I nuclear y mitocondrial eucariota, además de la topo I viral , aunque se han identificado en los tres dominios de la vida.

Tipo IC

Las topoisomerasas de tipo IC comparten un mecanismo similar al de las enzimas de tipo IB, pero son estructuralmente distintas. El único representante es la topo V, que se encuentra en el hipertermófilo Methanopyrus kandleri . [29]

Tipo II

Las topoisomerasas de tipo II catalizan cambios en la topología del ADN a través de roturas transitorias de la doble cadena del ADN. Las reacciones ocurren en sustratos de ADN de doble cadena y proceden a través de un mecanismo de paso de cadena (Fig. 5). La gama de reacciones incluye relajación del ADN, superenrollamiento del ADN, desanudamiento y decatenación. Mientras que todas las topoisomerasas de tipo II pueden catalizar la relajación del ADN, la girasa, una topoisomerasa bacteriana arquetípica, también puede introducir superenrollamientos negativos. A diferencia de las topoisomerasas de tipo I que son generalmente monoméricas, las topoisomerasas de tipo II son homodímeras o heterotetrámeras. Se clasifican en dos subtipos según consideraciones evolutivas, estructurales y mecanísticas. El mecanismo general de paso de cadena para las topoisomerasas de tipo II comienza con la unión de un dúplex de ADN, denominado segmento de compuerta (segmento G), en la compuerta del ADN. Otro dúplex, denominado segmento de transporte (segmento T), es capturado por una pinza operada por ATP y pasa a través de una ruptura transitoria en el segmento G, que involucra enlaces de fosfotirosina 5ʹ en ambas cadenas, antes de ser liberado a través de la compuerta C y el segmento G se vuelve a ligar (Fig. 5). La renovación enzimática requiere la unión e hidrólisis del ATP.

Figura 5. Mecanismo de paso de cadena de la topoisomerasa tipo II. (1) El segmento G se une a la compuerta de ADN y el segmento T es capturado. (2) La unión de ATP estimula la dimerización de la compuerta N, el segmento G se escinde y el segmento T pasa a través de la rotura. (3) El segmento G se vuelve a ligar y el segmento T sale a través de la compuerta C. Para los topos de tipo IIB, no hay compuerta C, por lo que una vez que el segmento T pasa a través del segmento G, se libera de la enzima. (4) La disociación de ADP y P i permite la apertura de la compuerta N, un escenario en el que la enzima permanece unida al segmento G, lista para capturar un segmento T sucesivo, o (5) se disocia del segmento G.

Tipo IIA

Las topoisomerasas de tipo IIA catalizan roturas transitorias de doble cadena en el ADN a través de la formación de enlaces tirosil-fosfato entre tirosinas en la enzima (una en cada subunidad) y 5'-fosfatos escalonados por 4 bases en cadenas de ADN opuestas. La reacción de paso de cadena puede ser intra o intermolecular (Fig. 5), lo que permite cambios en el superenrollamiento y el anudamiento, o desvinculación, respectivamente. Este proceso cambia el número de enlaces del ADN en +/-2. Los ejemplos de topoisomerasas de tipo IIA incluyen topo IIα y topo IIβ eucariotas , además de la girasa bacteriana y la topo IV. La girasa de ADN se ajusta al mismo mecanismo de paso de doble cadena que otras enzimas de tipo II, pero tiene características únicas relacionadas con su capacidad para introducir superenrollamientos negativos en el ADN. El segmento G es parte de un fragmento de ADN mucho más largo (>100 pb) que se enrolla alrededor de la enzima, un brazo del cual forma el segmento T que pasa a través de la rotura de doble cadena (Fig. 5). En el caso de la girasa, una cantidad sustancial de la energía libre de la hidrólisis del ATP se transduce en tensión torsional en el ADN, es decir, el superenrollamiento es un proceso que requiere energía. [30] Además, en ausencia de ATP, la girasa puede eliminar los superenrollamientos negativos en una reacción de relajación del ADN más lenta.

Tipo IIB

Las enzimas de tipo IIB también catalizan roturas transitorias de doble cadena a través de la formación de enlaces tirosil-fosfato entre las tirosinas de la enzima y los 5′-fosfatos en cadenas opuestas del ADN, pero en el caso de las enzimas IIB las roturas de doble cadena tienen un escalonamiento de 2 bases. Las enzimas de tipo IIB muestran diferencias estructurales importantes, pero están relacionadas evolutivamente con las enzimas de tipo IIA. Estas diferencias incluyen la falta de una de las "puertas" de las proteínas (la puerta C) (Fig. 5). Se encontraron originalmente en las arqueas, pero también se han encontrado en eucariotas y, en particular, en plantas; los ejemplos incluyen topo VI y topo VIII. Topo VI es la enzima mejor estudiada de este subtipo y se cree que es una decatenasa preferencial. [31]

Como objetivos de los fármacos

Para los no especialistas, quizás el aspecto más importante de las topoisomerasas es su papel como dianas farmacológicas tanto para la quimioterapia antibacteriana como para la anticancerígena; varios fármacos antibacterianos y anticancerígenos dirigidos por las topoisomerasas están incluidos en la Lista Modelo de Medicamentos Esenciales de la Organización Mundial de la Salud de 2019. La razón de esta prominencia es que sus reacciones se producen a través de roturas transitorias en el ADN, que, si se estabilizan mediante la unión del fármaco, pueden provocar la muerte celular debido a la generación de roturas tóxicas mono o bicatenarias en el ADN genómico. La mayoría de los fármacos dirigidos a las topoisomerasas actúan de esta manera, es decir, estabilizan el intermediario de escisión covalente enzima-ADN. [32] [33] [34]

Compuestos antibacterianos

Aunque los topos de tipo I, como el topo I bacteriano, son objetivos antibióticos viables, [35] actualmente no existen compuestos en uso clínico que tengan como objetivo estas enzimas. Sin embargo, las enzimas de tipo II, la ADN girasa y la ADN topoisomerasa IV, han tenido un enorme éxito como objetivos para los antibióticos fluoroquinolónicos ampliamente utilizados (Fig. 6).

Fluoroquinolonas (FQ)

Los compuestos antibacterianos de quinolona se desarrollaron por primera vez en la década de 1960 y se han utilizado clínicamente desde la década de 1980. [36] Los derivados de FQ, como ciprofloxacino, levofloxacino y moxifloxacino (Fig. 6) han tenido un gran éxito. Estos compuestos funcionan al interactuar con su diana (girasa o topo IV) y el ADN en el sitio de escisión para estabilizar el intermediario de escisión covalente ADN-proteína. Específicamente, se intercalan en el ADN y evitan el paso de religación del ADN de la reacción de la topoisomerasa (Fig. 5). Este es un mecanismo de inhibición altamente efectivo que también es utilizado por varios medicamentos contra el cáncer dirigidos contra la topoisomerasa. A pesar de su éxito espectacular, la resistencia a las FQ es un problema grave. [36] Una variedad de otros compuestos, como las quinazolindionas y las imidazolpirazinonas, [37] funcionan de manera similar y se espera que algunos de ellos reemplacen a las FQ en el futuro.

Aminocumarinas

Las aminocumarinas (Fig. 6), como la novobiocina, la clorobiocina y la cumermicina A 1 , son productos naturales de Streptomyces que inhiben la reacción ATPasa de la girasa y la topo IV. [37] Aunque pueden ser muy potentes contra su objetivo, sufren problemas de permeabilidad y toxicidad y, por lo tanto, no han disfrutado del nivel de éxito clínico de las FQ.

Inhibidores proteínicos

Existen varios inhibidores proteicos de la girasa, incluidas las toxinas bacterianas CcdB, MccB17 y ParE, [38] [39] [40] que estabilizan el complejo de escisión, de manera similar a las FQ. Aunque estas proteínas no son viables como antibacterianos, su modo de acción podría inspirar el desarrollo de nuevos compuestos antibacterianos. Otros inhibidores proteicos de la girasa impiden la unión del ADN por la topoisomerasa en lugar de estabilizar los complejos de escisión. Estos incluyen YacG [41] y proteínas de repetición de pentapéptidos, como QnrB1 y MfpA; [42] [43] estos inhibidores proteicos también confieren resistencia a las fluoroquinolonas.

Figura 6. Estructuras de compuestos antibióticos que atacan la ADN girasa bacteriana y la topoisomerasa IV.

Compuestos anticancerígenos

Tanto la topo I como la topo II humana (tanto las isoformas α como β) pueden ser el objetivo de la quimioterapia contra el cáncer (Fig. 7). [32] [33] [44] [45] [46] [47] La ​​mayoría de estos compuestos actúan de manera similar a las FQ, es decir, estabilizando el complejo de escisión covalente proteína-ADN; por esto se les conoce como venenos de la topoisomerasa, distintos de los inhibidores catalíticos. [33] [34] [48] Varios inhibidores de la topoisomerasa humana están incluidos en la Lista de medicamentos esenciales de la Organización Mundial de la Salud .

Camptotecina (CPT)

La camptotecina (Fig. 7), derivada originalmente del árbol Camptotheca acuminata , se dirige a la topo I humana y los derivados como el topotecán y el irinotecán se utilizan ampliamente en la quimioterapia contra el cáncer. [33] La camptotecina y sus derivados actúan estabilizando el complejo de escisión de la topo I, evitando la religación de la mella mediada por proteínas en el ADN. Estos inhibidores interfaciales se estabilizan mediante interacciones de apilamiento con el ADN mellado y la unión de hidrógeno a la enzima. Aunque los derivados de CPT estabilizan un complejo de escisión de cadena sencilla, se cree que las colisiones posteriores con la maquinaria de replicación o transcripción generan roturas tóxicas del ADN bicatenario. Estos compuestos se utilizan como terapias de primera o segunda línea para tratar cánceres como el colorrectal, de ovario, de pulmón, de mama y de cuello uterino. Sin embargo, los derivados de CPT sufren limitaciones asociadas con la toxicidad y vidas medias terapéuticas limitadas debido a la inestabilidad química. Los nuevos inhibidores de la topo I, las indenoisoquinolinas y las fluoroindenoisoquinolinas, superan las limitaciones de los derivados de la CPT y actualmente se encuentran en ensayos clínicos. [49]

Etopósido (VP-16)

El etopósido (Fig. 7) y su pariente cercano, el tenipósido (VM-26), son derivados de la epipodofilotoxina obtenidos del rizoma de la mandrágora silvestre que actúan sobre la topo II estabilizando el complejo de escisión covalente y evitando la religación del ADN escindido. [46] Estos se utilizan típicamente junto con otros fármacos de quimioterapia para tratar cánceres, incluidos tumores testiculares, cáncer de pulmón de células pequeñas y leucemia. El tratamiento con etopósido puede provocar leucemias secundarias que surgen de translocaciones genómicas específicas, que involucran principalmente a la topo IIβ. [46]

Doxorrubicina

Figura 7. Estructuras de compuestos antitumorales que atacan a las topoisomerasas humanas.

La doxorrubicina (Fig. 7) y los derivados relacionados daunorrubicina, epirrubicina e idarrubicina son antraciclinas obtenidas de la bacteria Streptomyces [48] que se dirigen a la topo II humana, estabilizando el complejo de escisión de manera similar a otros venenos de la topoisomerasa. La mitoxantrona es una antracenodiona sintética que es química y funcionalmente similar a las antraciclinas. [47] Las antraciclinas fueron los primeros inhibidores de la topoisomerasa utilizados para tratar el cáncer y siguen estando entre los tratamientos más utilizados y efectivos para una amplia gama de cánceres, incluidos el cáncer de mama, el linfoma, las leucemias, los carcinomas, los sarcomas y otros tumores. [47] Estos compuestos son agentes intercalantes del ADN y, como tales, pueden afectar una amplia gama de procesos del ADN celular, además de envenenar específicamente la topo II. [33] La citotoxicidad adicional proviene de reacciones redox que involucran antraciclinas que generan especies reactivas de oxígeno. La generación de oxígeno reactivo, junto con el envenenamiento por topo IIβ, da como resultado la cardiotoxicidad limitante de la dosis de las antraciclinas. [33]

Merbaron

La merbarona es un derivado del ácido tiobarbitúrico y el dexrazoxano (ICRF-187), uno de los varios derivados relacionados de la bisdioxopiperazina (Fig. 7), son ejemplos de inhibidores catalíticos de la topo II, es decir, impiden la finalización del ciclo catalítico de la topo II pero no estabilizan el complejo de escisión del ADN. Si bien estos inhibidores catalíticos presentan citotoxicidad y se han probado en ensayos clínicos, actualmente no se utilizan clínicamente para la terapia del cáncer. [47] Sin embargo, el dexrazoxano, que bloquea la hidrólisis de ATP por la topo II, se utiliza para prevenir la cardiotoxicidad asociada con las antraciclinas. [50] [51]

Papel de la topoisomerasa en la regulación transcripcional

Al menos una topoisomerasa, la ADN topoisomerasa II beta (topo IIβ), tiene un papel regulador en la transcripción génica. Las roturas de doble cadena de ADN dependientes de la topoisomerasa IIβ y los componentes de la maquinaria de reparación de daños en el ADN son importantes para la expresión rápida de genes tempranos inmediatos , así como para la regulación génica sensible a señales. [52] [53] [54] [55] La topoisomerasa IIβ, con otras enzimas asociadas, [54] parece ser importante para la liberación de la ARN polimerasa en pausa en genes largos o altamente transcritos. [56] [57] [58]

Topo IIβ en la iniciación de la transcripción

Las roturas de doble cadena de ADN inducidas por estímulos (DSB) que se limitan a un corto plazo (10 minutos a 2 horas) son inducidas por topo IIβ en las regiones promotoras de genes regulados por señales. Estas DSB permiten una rápida regulación positiva de la expresión de dichos genes sensibles a señales en varios sistemas (ver la Tabla a continuación). Estos genes regulados por señales incluyen genes activados en respuesta a la estimulación con estrógeno , suero , insulina , glucocorticoides (como dexametasona ) y activación de neuronas. Cuando la rotura de doble cadena de ADN inducida se ha reparado, entonces la transcripción del gen sensible a señales regresa a un nivel basal bajo. [52]

La ARN polimerasa en pausa y la rotura limitada y a corto plazo de la doble cadena de ADN inducida por TOP2B con enzimas asociadas PARP-1 y del complejo NHEJ
La ARN polimerasa en pausa y la rotura de doble cadena de ADN inducida por topo IIβ, limitada y de corto plazo. Los extremos 5' del ADN están unidos covalentemente a la tirosina dentro del complejo dímero de topo IIβ-PARP-1. Los componentes de la vía de reparación del ADN que unen extremos no homólogos, DNA-PKcs, Ku70/Ku80 y la ADN ligasa, también están estrechamente asociados con el complejo dímero de topo IIβ-PARP-1.

Se encontró que Topo IIβ y PARP-1 estaban constitutivamente presentes en un nivel moderado cerca del sitio de inicio de la transcripción de un promotor de un gen sensible a señales. Después de que se produjo la señal, topo IIβ causó una rotura de doble cadena y PARP-1 estuvo involucrado en reemplazar la histona H1 por HMGB1 / HMGA2 , que puede promover la transcripción. [55] Topo IIβ y PARP-1 aumentaron en el sitio de la rotura de doble cadena y los componentes de la vía de reparación del ADN de unión de extremos no homólogos , incluyendo DNA-PKcs, Ku70/Ku80 y ADN ligasa IV ensamblados con topo IIβ y PARP-1. Este ensamblaje estaba todo presente en el ADN de enlace adyacente a un solo nucleosoma en la región promotora de un gen (ver Figura). El nucleosoma estaba cerca del sitio de inicio de la transcripción del gen. [55] Los componentes de la vía de reparación del ADN mediante la unión de extremos no homólogos fueron esenciales para el cierre de la rotura de la doble cadena del ADN. [52]

Regulación de la expresión génica por Topo IIβ

La ARN polimerasa II frecuentemente tiene un sitio de pausa que se encuentra aproximadamente entre 30 y 60 nucleótidos aguas abajo del sitio de inicio de la transcripción de un gen. [64] [65] Se cree que la pausa de la ARN polimerasa II en estos sitios y la liberación controlada de la pausa tienen un papel regulador en la transcripción génica. Como señalaron Singh et al., [58] "alrededor del 80% de los genes altamente expresados ​​en células HeLa están en pausa". Las roturas de doble cadena de ADN inducidas por topo IIβ a muy corto plazo, pero no reselladas inmediatamente, ocurren en los sitios de pausa de la ARN polimerasa II, y parecen ser necesarias para la liberación eficiente del estado de pausa y la progresión a la transcripción génica. [56] [57] [58] Para los genes en los que ocurre, se cree que la rotura de doble cadena de ADN inducida por TOP2B es parte del proceso de regulación de la expresión génica.

Véase también

Referencias

  1. ^ ab McKie SJ, Neuman KC, Maxwell A (abril de 2021). "Topoisomerasas de ADN: avances en la comprensión de los roles celulares y los complejos multiproteicos mediante el análisis de estructura-función". BioEssays . 43 (4): e2000286. doi :10.1002/bies.202000286. PMC  7614492 . PMID  33480441. S2CID  231679533.
  2. ^ Sutormin DA, Galivondzhyan AK, Polkhovskiy AV, Kamalyan SO, Severinov KV, Dubiley SA (15 de marzo de 2021). "Diversidad y funciones de las topoisomerasas de tipo II". Acta Naturae . 13 (1): 59–75. doi :10.32607/actanaturae.11058. PMC 8084294 . PMID  33959387. 
  3. ^ Wang JC (febrero de 1971). "Interacción entre el ADN y una proteína omega de Escherichia coli". Journal of Molecular Biology . 55 (3): 523–533. doi :10.1016/0022-2836(71)90334-2. PMID  4927945.
  4. ^ Champoux JJ, Dulbecco R (enero de 1972). "Una actividad de las células de mamíferos que desenrolla el ADN superhelicoidal: un posible giro para la replicación del ADN (ensayo de unión de colorante de células de embriones de ratón, bromuro de etidio y polioma)". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 69 (1): 143–146. doi : 10.1073/pnas.69.1.143 . PMC 427563 . PMID  4333036. 
  5. ^ Gellert M, Mizuuchi K, O'Dea MH, Nash HA (noviembre de 1976). "ADN girasa: una enzima que introduce giros superhelicoidales en el ADN". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 73 (11): 3872–3876. Bibcode :1976PNAS...73.3872G. doi : 10.1073/pnas.73.11.3872 . PMC 431247 . PMID  186775. 
  6. ^ Sugino A, Peebles CL, Kreuzer KN, Cozzarelli NR (noviembre de 1977). "Mecanismo de acción del ácido nalidíxico: purificación del producto del gen nalA de Escherichia coli y su relación con la ADN girasa y una nueva enzima de corte y cierre". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 74 (11): 4767–4771. Bibcode :1977PNAS...74.4767S. doi : 10.1073/pnas.74.11.4767 . PMC 432036 . PMID  200930. 
  7. ^ Baldi MI, Benedetti P, Mattoccia E, Tocchini-Valentini GP (junio de 1980). "Catenación y decatenación in vitro de ADN y una nueva topoisomerasa eucariótica dependiente de ATP". Celúla . 20 (2): 461–467. doi :10.1016/0092-8674(80)90632-7. PMID  6248247. S2CID  42645648.
  8. ^ Liu LF, Liu CC, Alberts BM (octubre de 1979). "Topoisomerasa de ADN T4: una nueva enzima dependiente de ATP esencial para la iniciación de la replicación del ADN del bacteriófago T4". Nature . 281 (5731): 456–461. Bibcode :1979Natur.281..456L. doi :10.1038/281456a0. PMID  226889. S2CID  4343962.
  9. ^ Stetler GL, King GJ, Huang WM (agosto de 1979). "Las proteínas de retardo del ADN T4, necesarias para la replicación específica del ADN, forman un complejo que tiene actividad de topoisomerasa del ADN dependiente de ATP". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 76 (8): 3737–3741. Bibcode :1979PNAS...76.3737S. doi : 10.1073/pnas.76.8.3737 . PMC 383908 . PMID  226976. 
  10. ^ abcd Bates AD (2005). Topología del ADN . Anthony Maxwell (2.ª ed.). Oxford: Oxford University Press. ISBN 978-0-19-154658-7.OCLC 64239232  .
  11. ^ Watson JD, Crick FH (mayo de 1953). "Implicaciones genéticas de la estructura del ácido desoxirribonucleico". Nature . 171 (4361): 964–967. Bibcode :1953Natur.171..964W. doi :10.1038/171964b0. PMID  13063483. S2CID  4256010.
  12. ^ Watson JD, Crick FH (abril de 1953). "Estructura molecular de los ácidos nucleicos; una estructura para el ácido desoxirribonucleico". Nature . 171 (4356): 737–738. Bibcode :1953Natur.171..737W. doi :10.1038/171737a0. PMID  13054692. S2CID  4253007.
  13. ^ Franklin RE, Gosling RG (julio de 1953). "Evidencia de hélice de 2 cadenas en la estructura cristalina del desoxirribonucleato de sodio". Nature . 172 (4369): 156–157. Bibcode :1953Natur.172..156F. doi :10.1038/172156a0. PMID  13072614. S2CID  4169572.
  14. ^ Cairns J (marzo de 1963). "El cromosoma bacteriano y su modo de replicación visto mediante autorradiografía". Journal of Molecular Biology . 6 (3). Elsevier: 208–213. doi :10.1016/s0022-2836(63)80070-4. PMID  14017761.
  15. ^ Delbrück M (septiembre de 1954). "Sobre la replicación del ácido desoxirribonucleico (ADN)". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 40 (9): 783–788. Bibcode :1954PNAS...40..783D. doi : 10.1073/pnas.40.9.783 . PMC 534166 . PMID  16589559. 
  16. ^ Călugăreanu G (1959). "L'intégrale de Gauss et l'analyse des nœuds tridimensionnels". Revue de Mathématiques Pure et Appliquées . 4 : 5–20.
  17. ^ Fuller FB (abril de 1971). "El número sinuoso de una curva espacial". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 68 (4): 815–819. Bibcode :1971PNAS...68..815B. doi : 10.1073/pnas.68.4.815 . PMC 389050 . PMID  5279522. 
  18. ^ White JH (1969). "Autoenlace y la integral de Gauss en dimensiones superiores". American Journal of Mathematics . 91 (3): 693–728. doi :10.2307/2373348. ISSN  0002-9327. JSTOR  2373348.
  19. ^ Postow L, Crisona NJ, Peter BJ, Hardy CD, Cozzarelli NR (julio de 2001). "Desafíos topológicos para la replicación del ADN: conformaciones en la bifurcación". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 98 (15): 8219–8226. Bibcode :2001PNAS...98.8219P. doi : 10.1073/pnas.111006998 . PMC 37424 . PMID  11459956. 
  20. ^ Sundin O, Varshavsky A (septiembre de 1981). "La detención de la segregación conduce a la acumulación de dímeros encadenados altamente entrelazados: disección de las etapas finales de la replicación del ADN de SV40". Cell . 25 (3): 659–669. doi :10.1016/0092-8674(81)90173-2. PMID  6269752. S2CID  24408315.
  21. ^ Liu LF, Wang JC (octubre de 1987). "Superenrollamiento de la plantilla de ADN durante la transcripción". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 84 (20): 7024–7027. Bibcode :1987PNAS...84.7024L. doi : 10.1073/pnas.84.20.7024 . PMC 299221 . PMID  2823250. 
  22. ^ Kraemer JA, Sanderlin AG, Laub MT (julio de 2019). "La respuesta estricta inhibe la iniciación de la replicación del ADN en E. coli mediante la modulación del superenrollamiento de oriC". mBio . 10 (4). doi :10.1128/mbio.01330-19. PMC 6606810 . PMID  31266875. 
  23. ^ von Freiesleben U, Rasmussen KV (septiembre de 1992). "El nivel de superenrollamiento afecta la regulación de la replicación del ADN en Escherichia coli". Investigación en microbiología . 143 (7): 655–663. doi : 10.1016/0923-2508(92)90060-2 . PMID  1488550.
  24. ^ ab Kikuchi A, Asai K (1984). "Girasa inversa: una topoisomerasa que introduce giros superhelicoidales positivos en el ADN". Nature . 309 (5970): 677–681. Bibcode :1984Natur.309..677K. doi :10.1038/309677a0. PMID  6328327. S2CID  4242694.
  25. ^ Liu LF, Liu CC, Alberts BM (marzo de 1980). "Topoisomerasas de ADN de tipo II: enzimas que pueden desanudar una molécula de ADN anudada topológicamente mediante una rotura reversible de doble cadena". Cell . 19 (3): 697–707. doi :10.1016/s0092-8674(80)80046-8. PMID  6244895. S2CID  8921868.
  26. ^ Brochier-Armanet C, Forterre P (mayo de 2007). "La amplia distribución de la girasa inversa arqueal en bacterias termófilas sugiere una historia compleja de herencia vertical y transferencias laterales de genes". Archaea . 2 (2): 83–93. doi : 10.1155/2006/582916 . PMC 2686386 . PMID  17350929. 
  27. ^ ab Stewart L, Redinbo MR, Qiu X, Hol WG, Champoux JJ (marzo de 1998). "Un modelo para el mecanismo de la topoisomerasa I humana". Science . 279 (5356): 1534–1541. Bibcode :1998Sci...279.1534S. doi :10.1126/science.279.5356.1534. PMID  9488652.
  28. ^ Stivers JT, Harris TK, Mildvan AS (abril de 1997). "Topoisomerasa I del ADN de Vaccinia: evidencia que respalda un mecanismo de rotación libre para la relajación de la superenrollación del ADN". Bioquímica . 36 (17): 5212–5222. doi :10.1021/bi962880t. PMID  9136883.
  29. ^ Baker NM, Rajan R, Mondragón A (febrero de 2009). "Estudios estructurales de las topoisomerasas tipo I". Nucleic Acids Research . 37 (3): 693–701. doi :10.1093/nar/gkn1009. PMC 2647283 . PMID  19106140. 
  30. ^ Bates AD, Berger JM, Maxwell A (agosto de 2011). "El papel ancestral de la hidrólisis de ATP en las topoisomerasas de tipo II: prevención de roturas de doble cadena de ADN". Nucleic Acids Research . 39 (15): 6327–6339. doi :10.1093/nar/gkr258. PMC 3159449 . PMID  21525132. 
  31. ^ McKie SJ, Desai PR, Seol Y, Allen AM, Maxwell A, Neuman KC (enero de 2022). "La topoisomerasa VI es una decatenasa de ADN preferencial y selectiva quiralmente". eLife . 11 . doi : 10.7554/eLife.67021 . PMC 8837201 . PMID  35076393. 
  32. ^ ab Pommier Y (enero de 2013). "Medicamentos para topoisomerasas: lecciones y desafíos". ACS Chemical Biology . 8 (1): 82–95. doi :10.1021/cb300648v. PMC 3549721 . PMID  23259582. 
  33. ^ abcdef Pommier Y, Leo E, Zhang H, Marchand C (mayo de 2010). "Topoisomerasas de ADN y su envenenamiento por fármacos anticáncer y antibacterianos". Química y biología . 17 (5): 421–433. doi :10.1016/j.chembiol.2010.04.012. PMC 7316379 . PMID  20534341. 
  34. ^ ab Pommier Y, Marchand C (diciembre de 2011). "Inhibidores interfaciales: dirigiéndose a complejos macromoleculares". Nature Reviews. Drug Discovery . 11 (1): 25–36. doi :10.1038/nrd3404. PMC 7380715. PMID 22173432  . 
  35. ^ Tse-Dinh YC (2015). "Apuntando a la topoisomerasa bacteriana I para afrontar el reto de encontrar nuevos antibióticos". Química Medicinal del Futuro . 7 (4): 459–471. doi :10.4155/fmc.14.157. PMC 4415981 . PMID  25875873. 
  36. ^ ab Bush NG, Diez-Santos I, Abbott LR, Maxwell A (diciembre de 2020). "Quinolonas: mecanismo, letalidad y sus contribuciones a la resistencia a los antibióticos". Moléculas . 25 (23): 5662. doi : 10.3390/molecules25235662 . PMC 7730664 . PMID  33271787. 
  37. ^ ab Maxwell A, Bush NG, Germe T, McKie SJ (2018). "Inhibidores de la topoisomerasa no quinolónicos". En Fong IW, Drlica K (eds.). Resistencia a los antimicrobianos e implicaciones para el siglo XXI . Nueva York: Springer. págs. 593–618. ISBN 978-0-387-72417-1.OCLC 227210110  .
  38. ^ Collin F, Maxwell A (agosto de 2019). "La toxina microbiana microcina B17: perspectivas para el desarrollo de nuevos agentes antibacterianos". Revista de biología molecular . 431 (18): 3400–3426. doi :10.1016/j.jmb.2019.05.050. PMC 6722960 . PMID  31181289. 
  39. ^ Jiang Y, Pogliano J, Helinski DR, Konieczny I (mayo de 2002). "La toxina ParE codificada por el plásmido RK2 de amplio espectro de hospedadores es un inhibidor de la girasa de Escherichia coli". Microbiología molecular . 44 (4): 971–979. doi : 10.1046/j.1365-2958.2002.02921.x . PMID  12010492. S2CID  40019620.
  40. ^ Smith AB, Maxwell A (2006). "Se requiere una conformación de paso de cadena de la ADN girasa para permitir que la toxina bacteriana, CcdB, acceda a su sitio de unión". Nucleic Acids Research . 34 (17): 4667–4676. doi :10.1093/nar/gkl636. PMC 1635281 . PMID  16963775. 
  41. ^ Vos SM, Lyubimov AY, Hershey DM, Schoeffler AJ, Sengupta S, Nagaraja V, Berger JM (julio de 2014). "Control directo de la actividad de la topoisomerasa tipo IIA por una proteína reguladora codificada cromosómicamente". Genes & Development . 28 (13): 1485–1497. doi :10.1101/gad.241984.114. PMC 4083091 . PMID  24990966. 
  42. ^ Feng L, Mundy JE, Stevenson CE, Mitchenall LA, Lawson DM, Mi K, Maxwell A (marzo de 2021). "La proteína de repetición de pentapéptido, MfpA, interactúa con la ADN girasa micobacteriana como un imitador del segmento T del ADN". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 118 (11). Bibcode :2021PNAS..11816705F. doi : 10.1073/pnas.2016705118 . PMC 7980463 . PMID  33836580. 
  43. ^ Mazurek Ł, Ghilarov D, Michalczyk E, Pakosz Z, Metelev M, Czyszczoń W, et al. (febrero de 2021). "La proteína de repetición pentapéptido QnrB1 requiere hidrólisis de ATP para rejuvenecer los complejos de girasa envenenados". Investigación de ácidos nucleicos . 49 (3): 1581-1596. doi : 10.1093/nar/gkaa1266. PMC 7897471 . PMID  33434265. 
  44. ^ Nelson EM, Tewey KM, Liu LF (marzo de 1984). "Mecanismo de acción de los fármacos antitumorales: envenenamiento de la topoisomerasa II del ADN de mamíferos en el ADN por 4'-(9-acridinilamino)-metanosulfon-m-anisidide". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 81 (5): 1361–1365. Bibcode :1984PNAS...81.1361N. doi : 10.1073/pnas.81.5.1361 . PMC 344833 . PMID  6324188. 
  45. ^ Pommier Y, Tanizawa A, Kohn KW (1994). "Mecanismos de inhibición de la topoisomerasa I por fármacos anticancerosos". Topoisomerasas de ADN: fármacos dirigidos a la topoisomerasa . Avances en farmacología. Vol. 29B. Elsevier. págs. 73–92. doi :10.1016/s1054-3589(08)61132-1. ISBN 978-0-12-032930-4. Número de identificación personal  8996602.
  46. ^ abc Vann KR, Oviatt AA, Osheroff N (junio de 2021). "Venenos de la topoisomerasa II: conversión de enzimas esenciales en tijeras moleculares". Bioquímica . 60 (21): 1630–1641. doi :10.1021/acs.biochem.1c00240. PMC 8209676 . PMID  34008964. 
  47. ^ abcd Murphy MB, Mercer SL, Deweese JE (enero de 2017). "Inhibidores y venenos de las topoisomerasas tipo II de los mamíferos". Avances en toxicología molecular . Vol. 11. Elsevier. págs. 203–240. doi :10.1016/b978-0-12-812522-9.00005-1. ISBN . 9780128125229.
  48. ^ ab Hande KR (octubre de 1998). "Aplicaciones clínicas de fármacos contra el cáncer dirigidos a la topoisomerasa II". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Estructura y expresión génica . 1400 (1–3): 173–184. doi :10.1016/s0167-4781(98)00134-1. PMID  9748560.
  49. ^ Pommier Y, Cushman M (mayo de 2009). "Los inhibidores de la topoisomerasa I no camptotecina indenoisoquinolina: actualización y perspectivas". Molecular Cancer Therapeutics . 8 (5): 1008–1014. doi :10.1158/1535-7163.mct-08-0706. PMC 2888777 . PMID  19383846. 
  50. ^ Speyer JL, Green MD, Kramer E, Rey M, Sanger J, Ward C, et al. (septiembre de 1988). "Efecto protector de la bispiperazinediona ICRF-187 contra la toxicidad cardíaca inducida por doxorrubicina en mujeres con cáncer de mama avanzado". The New England Journal of Medicine . 319 (12): 745–752. doi :10.1056/nejm198809223191203. PMID  3137469.
  51. ^ Cvetković RS, Scott LJ (2005). "Dexrazoxane: una revisión de su uso para cardioprotección durante la quimioterapia con antraciclinas". Drugs . 65 (7): 1005–1024. doi :10.2165/00003495-200565070-00008. PMID  15892593.
  52. ^ abcd Madabhushi R, Kim TK (marzo de 2018). "Temas emergentes en la expresión génica dependiente de la actividad neuronal". Mol Cell Neurosci . 87 : 27–34. doi :10.1016/j.mcn.2017.11.009. PMC 5894330 . PMID  29254824. 
  53. ^ Bunch H, Jeong J, Kang K, Jo DS, Cong AT, Kim D, Kim D, Cho DH, Lee YM, Chen BP, Schellenberg MJ, Calderwood SK (octubre de 2021). "BRCA1-BARD1 regula la transcripción mediante la modulación de la topoisomerasa IIβ". Open Biol . 11 (10): 210221. doi :10.1098/rsob.210221. PMC 8492178. PMID  34610268 . 
  54. ^ ab Austin CA, Cowell IG, Khazeem MM, Lok D, Ng HT (diciembre de 2021). "Contribuciones de TOP2B a la transcripción". Biochem Soc Trans . 49 (6): 2483–2493. doi :10.1042/BST20200454. PMID  34747992. S2CID  243846627.
  55. ^ abc Ju BG, Lunyak VV, Perissi V, Garcia-Bassets I, Rose DW, Glass CK, Rosenfeld MG (junio de 2006). "Una rotura de dsADN mediada por la topoisomerasa II beta es necesaria para la transcripción regulada". Science . 312 (5781): 1798–802. Bibcode :2006Sci...312.1798J. doi :10.1126/science.1127196. PMID  16794079. S2CID  206508330.
  56. ^ ab Dellino GI, Palluzzi F, Chiariello AM, Piccioni R, Bianco S, Furia L, De Conti G, Bouwman BA, Melloni G, Guido D, Giacò L, Luzi L, Cittaro D, Faretta M, Nicodemi M, Crosetto N , Pelicci PG (junio de 2019). "La liberación de la ARN polimerasa II en pausa en loci específicos favorece la formación de roturas de doble hebra del ADN y promueve las translocaciones del cáncer". Nat Genet . 51 (6): 1011-1023. doi :10.1038/s41588-019-0421-z. PMID  31110352. S2CID  256819778.
  57. ^ ab Gittens WH, Johnson DJ, Allison RM, Cooper TJ, Thomas H, Neale MJ (octubre de 2019). "Un mapa de resolución de nucleótidos de roturas de ADN ligadas a Top2 en el genoma de levadura y humano". Nat Commun . 10 (1): 4846. Bibcode :2019NatCo..10.4846G. doi :10.1038/s41467-019-12802-5. PMC 6813358 . PMID  31649282. 
  58. ^ abc Singh S, Szlachta K, Manukyan A, Raimer HM, Dinda M, Bekiranov S, Wang YH (marzo de 2020). "Los sitios de pausa de la ARN polimerasa II en genes transcritos activamente se enriquecen con roturas de doble cadena de ADN". J Biol Chem . 295 (12): 3990–4000. doi : 10.1074/jbc.RA119.011665 . PMC 7086017 . PMID  32029477. 
  59. ^ Ju BG, Lunyak VV, Perissi V, Garcia-Bassets I, Rose DW, Glass CK, Rosenfeld MG (junio de 2006). "Una rotura de dsADN mediada por la topoisomerasa IIbeta necesaria para la transcripción regulada". Science . 312 (5781): 1798–802. Bibcode :2006Sci...312.1798J. doi :10.1126/science.1127196. PMID  16794079. S2CID  206508330.
  60. ^ Wong RH, Chang I, Hudak CS, Hyun S, Kwan HY, Sul HS (marzo de 2009). "Un papel de la DNA-PK para la regulación metabólica de los genes en respuesta a la insulina". Cell . 136 (6): 1056–72. doi :10.1016/j.cell.2008.12.040. PMC 2768498 . PMID  19303849. 
  61. ^ Bunch H, Lawney BP, Lin YF, Asaithamby A, Murshid A, Wang YE, Chen BP, Calderwood SK (diciembre de 2015). "La elongación transcripcional requiere señalización inducida por rotura de ADN". Nat Commun . 6 : 10191. Bibcode :2015NatCo...610191B. doi :10.1038/ncomms10191. PMC 4703865 . PMID  26671524. 
  62. ^ Trotter KW, King HA, Archer TK (agosto de 2015). "Activación transcripcional del receptor de glucocorticoides a través del reclutamiento dependiente de BRG1 de TOP2β y Ku70/86". Mol Cell Biol . 35 (16): 2799–817. doi :10.1128/MCB.00230-15. PMC 4508321 . PMID  26055322. 
  63. ^ Stott RT, Kritsky O, Tsai LH (2021). "Perfilado de sitios de ruptura del ADN y cambios transcripcionales en respuesta al aprendizaje contextual del miedo". PLOS ONE . ​​16 (7): e0249691. Bibcode :2021PLoSO..1649691S. doi : 10.1371/journal.pone.0249691 . PMC 8248687 . PMID  34197463. 
  64. ^ Dollinger R, Gilmour DS (julio de 2021). "Regulación de la pausa proximal del promotor de la ARN polimerasa II en metazoos". J Mol Biol . 433 (14): 166897. doi :10.1016/j.jmb.2021.166897. PMC 8184617 . PMID  33640324. 
  65. ^ Price DH (mayo de 2018). "Pausa transitoria por la ARN polimerasa II". Proc Natl Acad Sci USA . 115 (19): 4810–4812. Bibcode :2018PNAS..115.4810P. doi : 10.1073/pnas.1805129115 . PMC 5949015 . PMID  29691322. 

Lectura adicional

Enlaces externos

Wikimedia Commons alberga una categoría multimedia sobre Topoisomerasas de ADN .