Citotoxicidad dependiente del complemento

La citotoxicidad dependiente del complemento ( CDC ) es una función efectora de los anticuerpos IgG e IgM . Cuando se unen al antígeno de superficie de la célula diana (por ejemplo, una célula infectada por bacterias o virus), la vía clásica del complemento se activa mediante la unión de la proteína C1q a estos anticuerpos, lo que da como resultado la formación de un complejo de ataque a la membrana (MAC) y la lisis de la célula diana.

El sistema del complemento es activado eficientemente por los anticuerpos humanos IgG1, IgG3 e IgM, débilmente por los anticuerpos IgG2 y no es activado por los anticuerpos IgG4. ^[1]

Es un mecanismo de acción por el cual los anticuerpos terapéuticos ^[2] o fragmentos de anticuerpos ^[3] pueden lograr un efecto antitumoral. ^{[4] [5]}

Uso de ensayos CDC

Anticuerpos terapéuticos

El desarrollo de anticuerpos terapéuticos antitumorales implica el análisis in vitro de sus funciones efectoras, incluida la capacidad de activar la CDC para matar las células diana. El enfoque clásico es incubar los anticuerpos con las células diana y una fuente de complemento ( suero ). Luego, la muerte celular se determina con varios enfoques:

• Método radiactivo: las células objetivo se marcan con ⁵¹ Cr antes del ensayo CDC, se libera cromo durante la lisis celular y se mide la cantidad de radiactividad . ^{[6] [7]}
• Medición de la actividad metabólica de células vivas (tinción de células vivas): después de la incubación de las células diana con anticuerpos y complemento, se añade un colorante permeable a la membrana plasmática (por ejemplo, calceína -AM ^{[7] [8]} o resazurina ^{[6] [9]} ). Las células vivas lo metabolizan en un producto fluorescente impermeable que puede detectarse mediante citometría de flujo . Este producto no puede formarse en células muertas metabólicamente inactivas.
• Medición de la actividad de las enzimas intracelulares liberadas: las células muertas liberan enzimas (por ejemplo, LDH o GAPDH ) ^[6] y la adición de su sustrato conduce a un cambio de color, que generalmente se cuantifica como cambio de absorbancia o luminiscencia .
• Tinción de células muertas: un colorante (fluorescente) penetra en las células muertas a través de su membrana plasmática dañada. Por ejemplo, el yoduro de propidio se une al ADN de las células muertas y la señal fluorescente se mide mediante citometría de flujo. ^[6]

Prueba de tipificación y compatibilidad cruzada de HLA

Los ensayos de CDC se utilizan para encontrar un donante adecuado para el trasplante de órganos o médula ósea , es decir, un donante con un fenotipo compatible del sistema de histocompatibilidad HLA . ^[10] En primer lugar, se realiza la tipificación del HLA del paciente y del donante para determinar sus fenotipos HLA. Cuando se encuentra una pareja potencialmente adecuada, se realiza una prueba de compatibilidad cruzada para excluir que el paciente produzca anticuerpos anti-HLA específicos del donante, lo que podría causar el rechazo del injerto . ^{[ cita requerida ]}

La forma CDC de tipificación de HLA (en otras palabras, tipificación serológica) utiliza un lote de anticuerpos anti-HLA a partir de antisueros alogénicos caracterizados o anticuerpos monoclonales . Estos anticuerpos se incuban uno por uno con los linfocitos del paciente o del donante y la fuente de complemento. La cantidad de células muertas (y, por lo tanto, el resultado positivo) se mide mediante la tinción de células muertas o vivas. Hoy en día, la tipificación CDC está siendo reemplazada por la tipificación molecular, que puede identificar secuencias de nucleótidos de moléculas de HLA mediante PCR . ^[10]

El ensayo CDC se utiliza generalmente para realizar pruebas de compatibilidad cruzada. La versión básica implica la incubación del suero del paciente con linfocitos del donante y una segunda incubación después de agregar complemento de conejo. La presencia de células muertas (prueba positiva) significa que el donante no es adecuado para este paciente en particular. Hay modificaciones disponibles para aumentar la sensibilidad de la prueba, incluida la extensión del tiempo mínimo de incubación, la adición de globulina antihumana (AHG), la eliminación de anticuerpos no unidos antes de agregar el complemento, la separación del subconjunto de células T y células B. Además de la prueba cruzada CDC, existe una prueba cruzada por citometría de flujo disponible, que es más sensible y puede detectar incluso anticuerpos no activadores del complemento. ^[11]

Véase también

• Contraste con la citotoxicidad celular dependiente de anticuerpos (ADCC)

Referencias

1. Schroeder, Harry W.; Cavacini, Lisa (2010). "Estructura y función de las inmunoglobulinas". Revista de alergia e inmunología clínica . 2010 Manual básico sobre enfermedades alérgicas e inmunológicas. 125 (2, Suplemento 2): S41–S52. doi :10.1016/j.jaci.2009.09.046. ISSN  0091-6749. PMC 3670108.  PMID 20176268  .
2. El papel del complemento en el mecanismo de acción del rituximab para el linfoma de células B: implicaciones para la terapia. Zhou 2008
3. La actividad de citotoxicidad dependiente del complemento de los fragmentos de anticuerpos terapéuticos se adquiere mediante el acoplamiento de glicanos inmunogénicos. Archivado el 9 de abril de 2016 en Wayback Machine.
4. Meyer, Saskia; Leusen, Jeanette HW; Boross, Peter (2014). "Regulación del complemento y modulación de su actividad en la terapia con anticuerpos monoclonales del cáncer". mAbs . 6 (5): 1133–1144. doi :10.4161/mabs.29670. ISSN  1942-0862. PMC 4622586 . PMID  25517299. 
5. Wang, Xinhua; Mathieu, Mary; Brezski, Randall J. (2018). "Ingeniería de Fc de IgG para modular las funciones efectoras de los anticuerpos". Protein & Cell . 9 (1): 63–73. doi :10.1007/s13238-017-0473-8. ISSN  1674-800X. PMC 5777978 . PMID  28986820. 
6. Taylor, Ronald P.; Lindorfer, Margaret A. (2014). "El papel del complemento en las terapias basadas en mAb para el cáncer". Métodos . 65 (1): 18–27. doi :10.1016/j.ymeth.2013.07.027. ISSN  1095-9130. PMID  23886909.
7. Hernandez, Axel; Parmentier, Julie; Wang, Youzhen; Cheng, Jane; Bornstein, Gadi Gazit (2012). "Caracterización de anticuerpos monoclonales: métodos in vitro e in vivo". Ingeniería de anticuerpos . Métodos en biología molecular. Vol. 907. págs. 557–594. doi :10.1007/978-1-61779-974-7_32. ISBN 978-1-61779-973-0. ISSN  1940-6029. PMID  22907374.
8. Gillissen, MA; Yasuda, E.; de Jong, G.; Levie, SE; Go, D.; Spits, H.; van Helden, PM; Hazenberg, MD (2016). "El ensayo de retención de calceína AM FACS modificado: un método basado en un citómetro de flujo de alto rendimiento para medir la citotoxicidad". Journal of Immunological Methods . 434 : 16–23. doi : 10.1016/j.jim.2016.04.002 . PMID  27084117.
9. Gazzano-Santoro, Hélène; Ralph, Peter; Ryskamp, ​​Thomas C; Chen, Anthony B; Mukku, Venkat R (1997). "Un ensayo de citotoxicidad dependiente del complemento no radiactivo para el anticuerpo monoclonal anti-CD20". Journal of Immunological Methods . 202 (2): 163–171. doi :10.1016/S0022-1759(97)00002-1. PMID  9107305.
10. Gautreaux, Michael D. (2017), Orlando, Giuseppe; Remuzzi, Giuseppe; Williams, David F. (eds.), "Capítulo 17 - Pruebas de histocompatibilidad en el contexto del trasplante", Trasplante de riñón, bioingeniería y regeneración , Academic Press: 223–234, doi :10.1016/B978-0-12-801734-0.00017-5, ISBN 9780128017340, consultado el 30 de agosto de 2019
11. Guillaume, Nicolas (2018). "Mejora de la compatibilidad cruzada mediante citometría de flujo en el trasplante renal". HLA . 92 (6): 375–383. doi :10.1111/tan.13403. ISSN  2059-2310. PMID  30270577. S2CID  52893602.