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Cinta de correr

Mecanismo de la cinta transportadora de actina. Esta figura supone que la concentración crítica en el extremo positivo es menor que la concentración crítica en el extremo negativo y que la concentración de la subunidad citosólica se encuentra entre las concentraciones críticas de los extremos positivo y negativo.

En biología molecular , el movimiento en cinta es un fenómeno que se observa en los filamentos proteicos de los citoesqueletos de muchas células , especialmente en los filamentos de actina y los microtúbulos . Se produce cuando un extremo de un filamento crece en longitud mientras que el otro extremo se encoge, lo que da como resultado que una sección del filamento parezca "moverse" a través de un estrato o el citosol . Esto se debe a la eliminación constante de las subunidades proteicas de estos filamentos en un extremo del filamento, mientras que las subunidades proteicas se agregan constantemente en el otro extremo. [1] El movimiento en cinta fue descubierto por Wegner, [2] quien definió las restricciones termodinámicas y cinéticas . Wegner reconoció que: "La constante de equilibrio (K) para la asociación de un monómero con un polímero es la misma en ambos extremos, ya que la adición de un monómero a cada extremo conduce al mismo polímero".; un polímero reversible simple no puede moverse en cinta; se requiere hidrólisis de ATP . El GTP se hidroliza para el movimiento en cinta de los microtúbulos.

Proceso detallado

Dinámica del filamento

El citoesqueleto es una parte muy dinámica de la célula y sus filamentos crecen y se contraen constantemente mediante la adición y eliminación de subunidades. El movimiento de arrastre dirigido de células como los macrófagos depende del crecimiento dirigido de los filamentos de actina en el frente de la célula ( borde delantero ).

Microfilamentos

Los dos extremos de un filamento de actina difieren en su dinámica de adición y eliminación de subunidades. Por lo tanto, se los conoce como extremo positivo (con una dinámica más rápida, también llamado extremo con púas) y extremo negativo (con una dinámica más lenta, también llamado extremo puntiagudo). [3] Esta diferencia resulta del hecho de que la adición de subunidades en el extremo negativo requiere un cambio conformacional de las subunidades. [4] Nótese que cada subunidad es estructuralmente polar y tiene que unirse al filamento en una orientación particular. [5] Como consecuencia, los filamentos de actina también son estructuralmente polares.

El alargamiento del filamento de actina ocurre cuando la actina libre (G-actina) unida al ATP se asocia con el filamento. En condiciones fisiológicas, es más fácil para la G-actina asociarse en el extremo positivo del filamento, y más difícil en el extremo negativo. [6] Sin embargo, es posible alargar el filamento en cualquiera de los extremos. La asociación de G-actina en F-actina está regulada por la concentración crítica descrita a continuación. La polimerización de actina puede ser regulada además por la profilina y la cofilina . [6] La cofilina funciona uniéndose a la ADP-actina en el extremo negativo del filamento, desestabilizándolo e induciendo la despolimerización. La profilina induce la unión de ATP a la G-actina para que pueda incorporarse al extremo positivo del filamento.

Microtúbulos

Existen dos teorías principales sobre el movimiento de los microtúbulos dentro de la célula: la inestabilidad dinámica y la aceleración constante. [7] La ​​inestabilidad dinámica ocurre cuando el microtúbulo se ensambla y desmonta en un solo extremo, mientras que la aceleración constante ocurre cuando un extremo se polimeriza mientras que el otro se desmonta.

Concentración crítica

La concentración crítica es la concentración de G-actina (actina) o del complejo alfa, beta-tubulina (microtúbulos) en la que el extremo permanecerá en un estado de equilibrio sin crecimiento neto ni contracción. [6] Lo que determina si los extremos crecen o se encogen depende completamente de la concentración citosólica de subunidades monoméricas disponibles en el área circundante. [8] La concentración crítica difiere del extremo positivo (C C + ) y del extremo negativo (C C ), y en condiciones fisiológicas normales, la concentración crítica es menor en el extremo positivo que en el negativo. Los siguientes son ejemplos de cómo se relaciona la concentración citosólica con la concentración crítica y la polimerización:

Téngase en cuenta que la concentración citosólica de la subunidad monomérica entre los extremos C C + y C C es lo que se define como una cinta transportadora en la que hay crecimiento en el extremo positivo y contracción en el extremo negativo.

La célula intenta mantener una concentración de subunidades entre las constantes de disociación en los extremos positivos y negativos del polímero.

Cinta de correr con microtúbulos

Los microtúbulos formados a partir de tubulina pura experimentan la absorción y pérdida de subunidades en los extremos tanto por difusión de intercambio aleatorio como por un elemento direccional (de movimiento circular) [9] . El movimiento circular es ineficiente y, para los microtúbulos en estado estacionario: el valor s de Wegner 1 (el recíproco del número de eventos moleculares necesarios para la absorción neta de una subunidad) es igual a 0,0005-0,001; es decir, requiere >1000 eventos. [10] El movimiento circular de los microtúbulos con tubulina pura también ocurre con microtúbulos en crecimiento [11] y se mejora con proteínas que se unen a los extremos 11. El movimiento circular rápido ocurre en las células. [12] [13] [14]

Cinta de correr FtsZ

El homólogo de la tubulina bacteriana FtsZ es uno de los polímeros de cinta rodante mejor documentados. FtsZ se ensambla en protofilamentos que tienen una subunidad de espesor, que pueden asociarse a su vez en pequeños parches de protofilamentos paralelos. Se ha demostrado que los filamentos y/o parches individuales se mueven en cinta rodante in vitro [15] [16] y dentro de las células bacterianas. [17] [18] Se ha diseñado un modelo de Monte Carlo de FtsZ en cinta rodante, basado en un cambio conformacional de subunidades tras la polimerización y la hidrólisis de GTP. [19]

Referencias

  1. ^ Bruce Alberts, Dennis Bray, Julian Lewis: Biología molecular de la célula , 4.ª edición, Taylor & Francis, 2002, págs. 909-920, ISBN  0-8153-4072-9
  2. ^ Wegner, A (noviembre de 1976). "Polimerización de la cabeza a la cola de la actina". J Mol Biol . 108 (1): 139–150. doi :10.1016/S0022-2836(76)80100-3. PMID  1003481.
  3. ^ Bruce Alberts (2008). Biología molecular de la célula. Garland Science. ISBN 978-0-8153-4105-5. Recuperado el 4 de febrero de 2012 .
  4. ^ Alberts, B; Johnson, A; Lewis, J; et al. (2002). Autoensamblaje y estructura dinámica de filamentos citoesqueléticos. Garland Science . Consultado el 19 de octubre de 2015 .
  5. ^ Gardet, A; Breton, M; Trugnan, G; Chwetzoff, S (2007). "El papel de la actina en la liberación polarizada del rotavirus". Journal of Virology . 81 (9): 4892–4. doi :10.1128/JVI.02698-06. PMC 1900189 . PMID  17301135. 
  6. ^ abc Remedios, CG Dos; Chhabra, D.; Kekic, M.; Dedova, IV; Tsubakihara, M.; Berry, DA; Nosworthy, NJ (1 de abril de 2003). "Proteínas de unión a actina: regulación de los microfilamentos del citoesqueleto". Physiological Reviews . 83 (2): 433–473. doi :10.1152/physrev.00026.2002. ISSN  0031-9333. PMID  12663865.
  7. ^ Rodionov, Vladimir I.; Borisy, Gary G. (10 de enero de 1997). "Microtubule Treadmilling in Vivo". Science . 275 (5297): 215–218. doi :10.1126/science.275.5297.215. ISSN  0036-8075. PMID  8985015. S2CID  40372738.
  8. ^ Schaus, TE; Taylor, EW; Borisy, GG (2007). "Autoorganización de la orientación del filamento de actina en el modelo de nucleación dendrítica/array-treadmilling". Actas de la Academia Nacional de Ciencias . 104 (17): 7086–7091. Bibcode :2007PNAS..104.7086S. doi : 10.1073/pnas.0701943104 . PMC 1855413 . PMID  17440042. 
  9. ^ Zeeberg, B; Reid, R; Caplow, M (octubre de 1980). "Incorporación de tubulina radiactiva en microtúbulos en estado estacionario. Análisis experimentales y teóricos del flujo difusional y direccional". J Biol Chem . 255 (20): 9891–9899. doi : 10.1016/S0021-9258(18)43476-X . PMID  7000766.
  10. ^ Caplow, M; Langford, GM; Zeeberg, B (julio de 1982). "Eficiencia del fenómeno de la cinta de correr con microtúbulos". J Biol Chem . 257 : 15012–15021. doi : 10.1016/S0021-9258(18)33385-4 .
  11. ^ Arpag, G; Lawrence, EJ; Farmer, VJ; Hall, SL; Zanic, M (junio de 2020). "Los efectos colectivos de XMAP215, EB1, CLASP2 y MCAK conducen a una robusta rutina de microtúbulos". Proc Natl Acad Sci USA . 117 (23): 66–78. Bibcode :2020PNAS..11712847A. doi : 10.1073/pnas.2003191117 . PMC 7293651 . PMID  32457163. 
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