stringtranslate.com

ARN guía

El ARN guía (gRNA) o ARN guía único (sgRNA) es una secuencia corta de ARN que funciona como guía para la endonucleasa Cas9 u otras proteínas Cas [1] que cortan el ADN bicatenario y, por lo tanto, pueden usarse para genes. edición. [2] En bacterias y arqueas , los gRNA son parte del sistema CRISPR -Cas que sirve como una defensa inmune adaptativa que protege al organismo de los virus. Aquí, los ARNg cortos sirven como detectores de ADN extraño y dirigen las enzimas Cas que degradan el ácido nucleico extraño. [1] [3]

Historia

El ARN guía de edición de ARN fue descubierto en 1990 por B. Blum, N. Bakalara y L. Simpson en el ADN del maxicírculo mitocondrial del parásito eucariota Leishmania tarentolaes, mediante hibridación por transferencia Northern . [4] Además, se han llevado a cabo varios estudios para determinar la estructura y función del ARNg y el sistema CRISPR-Cas a mediados de la década de 2000 y en los años siguientes, [2] con el avance más notable en 2012, cuando se descubrió que el ARNg se puede utilizar para guiar una endonucleasa Cas9 para introducir roturas específicas en el ADN bicatenario. Este descubrimiento dio lugar a que Jennifer Doudna y Emmanuelle Charpentier concedieran el premio Nobel en 2020. [3]

Guía de ARN en protistas

Los protistas tripanosomátidos y otros cinetoplastidos tienen un proceso de modificación de ARN postranscripcional conocido como "edición de ARN" que realiza una inserción/eliminación de uridina dentro de las mitocondrias . [5] [6] Este ADN mitocondrial es circular y se divide en maxicírculos y minicírculos. Una mitocondria contiene alrededor de 50 maxicírculos que tienen regiones codificantes y no codificantes y consta de aproximadamente 20 kilobases (kb). La región codificante está muy conservada (16-17 kb) y la región no codificante varía según la especie. Los minicírculos son pequeños (alrededor de 1 kb) pero más numerosos que los maxicírculos; una mitocondria contiene varios miles de minicírculos. [7] [8] [9] Los maxicírculos pueden codificar " criptogenes " y algunos ARNg; Los minicírculos pueden codificar la mayoría de los ARNg. Algunos genes de ARNg muestran sitios de inserción y eliminación idénticos incluso si tienen secuencias diferentes, mientras que otras secuencias de ARNg no son complementarias al ARNm preeditado. Las moléculas de maxicírculos y minicírculos están encadenadas en una red gigante de ADN dentro de la mitocondria. [4] [9] [10]

La mayoría de las transcripciones de maxicírculos no se pueden traducir a proteínas debido a cambios de marco en sus secuencias. Estos cambios de marco se corrigen postranscripcionalmente mediante la inserción y eliminación de residuos de uridina en sitios precisos, que luego crean un marco de lectura abierto . Este marco de lectura abierto se traduce posteriormente en una proteína homóloga a las proteínas mitocondriales que se encuentran en otras células. [11] El proceso de inserción y eliminación de uridina está mediado por ARN guía cortos (ARNg), que codifican la información de edición a través de secuencias complementarias y permiten el emparejamiento de bases entre guanina y uracilo (GU), así como entre guanina y citosina (GC). ), facilitando el proceso de edición. [12]

La función del complejo ARNg-ARNm

Los ARN guía se transcriben principalmente de la región intergénica del maxicírculo de ADN y tienen secuencias complementarias al ARNm. El extremo 3' de los ARNg contiene una cola oligo 'U' (de 5 a 24 nucleótidos de longitud) que se encuentra en una región no codificada pero que interactúa y forma un complejo estable con regiones ricas en A y G de ARNm y ARNg preeditados, que son estabilizado termodinámicamente mediante anclajes de 5' y 3'. [13] Este híbrido inicial ayuda en el reconocimiento del sitio de ARNm específico que se va a editar. [14]

La edición del ARN normalmente progresa desde el extremo 3' al 5' del ARNm. El proceso de edición inicial comienza cuando un ARNg forma un dúplex de ARN con una secuencia de ARNm complementaria ubicada justo aguas abajo del sitio de edición. Este emparejamiento recluta una serie de complejos de ribonucleoproteínas que dirigen la escisión de la primera base no coincidente adyacente al anclaje de ARNg-ARNm. Después de esto, la uridililtransferasa inserta una 'U' en el extremo 3' y la ARN ligasa une los dos extremos cortados. El proceso se repite en el siguiente sitio de edición ascendente de manera similar. Un único ARNg normalmente codifica la información para varios sitios de edición (un "bloque" de edición), cuya edición produce un dúplex completo de ARNg/ARNm. Este proceso de edición secuencial se conoce como modelo de cascada enzimática. [14] [12] [15]

En el caso de los ARNm "paneditados", [16] el dúplex se desenrolla y otro ARNg forma un dúplex con la secuencia de ARNm editada, iniciando otra ronda de edición. Estos gRNA superpuestos forman un "dominio" de edición. Algunos genes contienen múltiples dominios de edición. [17] El alcance de la edición de cualquier gen en particular varía entre las especies de tripanosomátidos. La variación consiste en la pérdida de edición en el lado 3', probablemente debido a la pérdida de clases de secuencias en minicírculo que codifican gRNA específicos. Se ha propuesto un modelo de retroposición [18] para explicar la pérdida parcial y, en algunos casos, completa de la edición a través de la evolución. Aunque la pérdida de edición suele ser letal, se han observado pérdidas de este tipo en cepas de laboratorio antiguas. El mantenimiento de la edición a lo largo de la larga historia evolutiva de estos antiguos protistas sugiere la presencia de una ventaja selectiva, cuya naturaleza exacta aún es incierta. [dieciséis]

No está claro por qué los tripanosomátidos utilizan un mecanismo tan elaborado para producir ARNm. Podría haberse originado en las mitocondrias tempranas del ancestro del linaje de protistas kintoplastidos, ya que está presente en los bodónidos que son ancestrales de los tripanosomátidos, [19] y puede no estar presente en los euglenoides , que se ramificaron a partir del mismo ancestro común. como los cinetoplástidos.

Guía de secuencias de ARN.

En el protozoo Leishmania tarentolae , 12 de los 18 genes mitocondriales se editan mediante este proceso. Uno de esos genes es Cyb. En realidad, el ARNm se edita dos veces seguidas. Para la primera edición, la secuencia relevante del ARNm es la siguiente:

ARNm 5' AAAGAAAAGGCUUUAACUUCAGGUUGU 3'

El extremo 3' se utiliza para anclar el ARNg (ARNg gCyb-I en este caso) mediante emparejamiento de bases (se utilizan algunos pares G/U). El extremo 5' no coincide exactamente y una de las tres endonucleasas específicas escinde el ARNm en el sitio que no coincide.

ARNg 3' AAUAAUAAAUUUUUAAAUAUAAAUAGAAAAUUGAAGUUCAGUA 5'ARNm 5' AA AGAAA AGGC UUUAACUUCAGGUUGU 3'

El ARNm ahora se "repara" agregando U en cada sitio de edición en sucesión, dando la siguiente secuencia:

ARNg 3' AAUAAUAAAUUUUUAAAUAUAAAUAGAAAAUUGAAGUUCAGUA 5'ARNm 5' UUAUUAUUUAGAAAUUUAUGUUGUCUUUUAACUUCAGGUUGU 3'

Este gen en particular tiene dos sitios de edición de ARNg superpuestos. El extremo 5' de esta sección es el ancla 3' para otro ARNg (ARNggCyb-II). [4]

Guía de ARN en procariotas

CRISPR en procariotas

Los procariotas, como bacterias y arqueas, utilizan CRISPR (repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente espaciadas) y sus enzimas Cas asociadas, como su sistema inmunológico adaptativo. Cuando los procariotas son infectados por fagos y logran defenderse del ataque, enzimas Cas específicas cortan el ADN (o ARN) del fago e integran los fragmentos en los espacios intermedios de la secuencia CRISPR. Estos segmentos almacenados luego se reconocen durante futuros ataques de virus, lo que permite a las enzimas Cas utilizar copias de ARN de estos segmentos, junto con sus secuencias CRISPR asociadas, como ARNg para identificar y neutralizar las secuencias extrañas. [20] [21] [22]

Estructura esquemática del complejo ternario Cas9-sgRNA-DNA

Estructura

El ARN guía se dirige a las secuencias complementarias mediante un simple emparejamiento de bases Watson-Crick. [23] En el sistema CRISPR/cas de tipo II, el sgRNA dirige la enzima Cas a regiones específicas del genoma para la escisión específica del ADN. El sgRNA es una combinación diseñada artificialmente de dos moléculas de ARN: CRISPR RNA ( crRNA ) y crRNA transactivador ( tracrRNA ). El componente crRNA es responsable de la unión a la región de ADN específica del objetivo, mientras que el componente tracrRNA es responsable de la activación de la actividad de la endonucleasa Cas9. Estos dos componentes están unidos por una estructura de tetrabucle corta, lo que da como resultado la formación del sgRNA. El tracrRNA consta de pares de bases que forman una estructura de tallo-bucle, lo que permite su unión a la enzima endonucleasa . La transcripción del locus CRISPR genera crRNA, que contiene regiones espaciadoras flanqueadas por secuencias repetidas, típicamente de 18 a 20 pares de bases (pb) de longitud. Este crRNA guía a la endonucleasa Cas9 hacia la región objetivo complementaria del ADN, donde escinde el ADN, formando lo que se conoce como complejo efector. Las modificaciones en la secuencia de crRNA dentro del sgRNA pueden alterar la ubicación de unión, lo que permite apuntar con precisión a diferentes regiones del ADN, lo que lo convierte efectivamente en un sistema programable para la edición del genoma. [24] [25] [26]

Aplicaciones

Diseño de ARNg

La especificidad de direccionamiento de CRISPR-Cas9 está determinada por la secuencia de 20 nucleótidos (nt) en el extremo 5' del ARNg. La secuencia objetivo deseada debe preceder al motivo adyacente al protoespaciador (PAM), que es una secuencia de ADN corta, generalmente de 2 a 6 pares de bases de longitud, que sigue a la región de ADN objetivo de la escisión mediante el sistema CRISPR, como CRISPR-Cas9. El PAM es necesario para que una nucleasa Cas corte y generalmente se encuentra a 3-4 nucleótidos aguas abajo del sitio de corte. Una vez que la base del ARNg se empareja con el objetivo, Cas9 induce una rotura de doble cadena aproximadamente 3 nucleótidos aguas arriba del PAM. [27] [28]

El contenido óptimo de GC de la secuencia guía debe ser superior al 50 %. Un mayor contenido de GC mejora la estabilidad del dúplex ARN-ADN y reduce la hibridación fuera del objetivo. La longitud de las secuencias guía suele ser de 20 pb, pero también pueden oscilar entre 17 y 24 pb. Una secuencia más larga minimiza los efectos fuera del objetivo. Las secuencias guía de menos de 17 pb corren el riesgo de apuntar a múltiples loci . [29] [30] [24]

CRISPR Cas9

El complejo cas9, que ilustra el ARNg, el PAM y la rotura de doble cadena inducida en el ADN objetivo.

CRISPR (repeticiones palindrómicas cortas agrupadas y regularmente espaciadas)/Cas9 es una técnica utilizada para la edición de genes y la terapia génica. Cas es una enzima endonucleasa que corta el ADN en una ubicación específica dirigida por un ARN guía. Esta es una técnica específica de un objetivo que puede introducir inactivaciones o desactivaciones genéticas dependiendo de la vía de reparación de doble hebra. La evidencia muestra que tanto in vitro como in vivo, se requiere tracrRNA para que Cas9 se una a la secuencia de ADN objetivo. El sistema CRISPR-Cas9 consta de tres etapas principales. La primera etapa implica la extensión de bases en la región del locus CRISPR mediante la adición de espaciadores de ADN extraños en la secuencia del genoma. Proteínas como cas1 y cas2 ayudan a encontrar nuevos espaciadores. La siguiente etapa implica la transcripción de CRISPR: el pre-crRNA (precursor de CRISPR RNA) se expresa mediante la transcripción de una matriz de espaciadores repetidos CRISPR. Tras una modificación adicional, el pre-ARNcr se convierte en regiones flanqueadas por un solo espaciador formando un ARNcr corto. El proceso de maduración del ARN es similar en el tipo I y III pero diferente en el tipo II. La tercera etapa implica la unión de la proteína cas9 y dirigirla para que escinda el segmento de ADN. La proteína Cas9 se une a una forma combinada de crRNA y tracrRNA formando un complejo efector. Este sirve como ARN guía para la proteína cas9 que dirige su actividad endonucleasa. [31] [2] [3]

mutagénesis de ARN

Un método importante de regulación genética es la mutagénesis del ARN, que puede introducirse mediante la edición del ARN con la ayuda del ARNg. [32] El ARN guía reemplaza la adenosina con inosina en sitios objetivo específicos, modificando el código genético. [33] La adenosina desaminasa actúa sobre el ARN, provocando modificaciones postranscripcionales mediante la alteración de codones y diferentes funciones proteicas. Los ARN guía son pequeños ARN nucleolares que, junto con las riboproteínas, realizan alteraciones del ARN intracelular como la ribometilación en el ARNr y la introducción de pseudouridina en el ARN preribosomal. [34] Los ARN guía se unen a la secuencia de ARN antisentido y regulan la modificación del ARN. Se ha observado que generalmente se utilizan pequeños ARN de interferencia (ARNip) y microARN (miARN) como secuencias de ARN diana, y las modificaciones son comparativamente fáciles de introducir debido a su pequeño tamaño. [35]

Ver también

Referencias

  1. ^ ab Malí, Prashant; Yang, Luhan; Esvelt, Kevin M.; Aach, Juan; Güell, Marc; DiCarlo, James E.; Norville, Julie E.; Iglesia, George M. (15 de febrero de 2013). "Ingeniería del genoma humano guiada por ARN mediante Cas9". Ciencia . 339 (6121): 823–826. Código Bib : 2013 Ciencia... 339..823M. doi : 10.1126/ciencia.1232033. ISSN  1095-9203. PMC  3712628 . PMID  23287722.
  2. ^ a b C Doudna, Jennifer A.; Charpentier, Emmanuelle (28 de noviembre de 2014). "La nueva frontera de la ingeniería genómica con CRISPR-Cas9". Ciencia . 346 (6213). doi : 10.1126/ciencia.1258096. ISSN  0036-8075. PMID  25430774.
  3. ^ abc Jinek, Martín; Chylinski, Krzysztof; Fonfara, Inés; Hauer, Michael; Doudna, Jennifer A.; Charpentier, Emmanuelle (17 de agosto de 2012). "Una endonucleasa de ADN programable guiada por ARN dual en inmunidad bacteriana adaptativa". Ciencia . 337 (6096): 816–821. Código Bib : 2012 Ciencia... 337..816J. doi : 10.1126/ciencia.1225829. ISSN  1095-9203. PMC 6286148 . PMID  22745249. 
  4. ^ abc Blum, B.; Bakalara, N.; Simpson, L. (26 de enero de 1990). "Un modelo para la edición de ARN en mitocondrias de cinetoplastos: las moléculas de ARN" guía "trancritas del ADN del maxicírculo proporcionan la información editada". Celúla . 60 (2): 189–198. doi :10.1016/0092-8674(90)90735-w. ISSN  0092-8674. PMID  1688737. S2CID  19656609.
  5. ^ Simpson, Larry; Sbicego, Sandro; Aphasizhev, Ruslan (1 de marzo de 2003). "Edición de ARN de inserción/deleción de uridina en mitocondrias de tripanosoma: un negocio complejo". ARN . 9 (3): 265–276. doi :10.1261/rna.2178403. ISSN  1355-8382. PMC 1370392 . PMID  12591999. 
  6. ^ Li, Feng; Ge, Peng; Hui, Wong H.; Atanasov, Ivo; Rogers, cernícalo; Guo, Qiang; Osato, Daren; Falick, Arnold M.; Zhou, Z. Hong; Simpson, Larry (28 de julio de 2009). "Estructura del complejo de edición central (complejo L) implicado en la edición de ARN por inserción/deleción de uridina en mitocondrias tripanosomátidas". Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 106 (30): 12306–12310. Código bibliográfico : 2009PNAS..10612306L. doi : 10.1073/pnas.0901754106 . ISSN  1091-6490. PMC 2708173 . PMID  19590014. 
  7. ^ Estévez, Antonio M.; Simpson, Larry (noviembre de 1999). "Edición de ARN de inserción/eliminación de uridina en mitocondrias de tripanosoma: una revisión". Gen.​ 240 (2): 247–260. doi :10.1016/S0378-1119(99)00437-0. PMID  10580144.
  8. ^ Ochsenreiter, Torsten; Cipriano, Miguel; Hajduk, Stephen L. (1 de enero de 2007). "KISS: la herramienta de búsqueda de secuencias de edición de ARN de cinetoplástidos". ARN . 13 (1): 1–4. doi :10.1261/rna.232907. ISSN  1355-8382. PMC 1705751 . PMID  17123956. 
  9. ^ ab Cooper, Sinclair; Wadsworth, Elizabeth S; Ochsenreiter, Torsten; Ivens, Alasdair; Savill, Nicolás J; Schnaufer, Achim (30 de octubre de 2019). "Ensamblaje y anotación del genoma del minicírculo mitocondrial de una cepa de Trypanosoma brucei competente en diferenciación". Investigación de ácidos nucleicos . 47 (21): 11304–11325. doi : 10.1093/nar/gkz928. ISSN  0305-1048. PMC 6868439 . PMID  31665448. 
  10. ^ Blom, Daniël; Haan, Annett De; Burg, Janny Van Den; Berg, Marlene Van Den; descuidado, Paul; Jirku, Milán; Lucas, Julio; Benne, Rob (enero de 2000). "Los minicírculos mitocondriales en el bodónido de vida libre Bodo saltans contienen dos casetes de genes de ARNg y no se encuentran en redes grandes". ARN . 6 (1): 121-135. doi :10.1017/S1355838200992021. ISSN  1355-8382. PMC 1369900 . PMID  10668805. 
  11. ^ Leer, LK; Myler, PJ; Stuart, K ​​(enero de 1992). "Edición exhaustiva de transcripciones de maxicírculo CR6 procesadas y preprocesadas en Trypanosoma brucei". Revista de Química Biológica . 267 (2): 1123–1128. doi : 10.1016/s0021-9258(18)48405-0 . ISSN  0021-9258. PMID  1730639.
  12. ^ ab Aphasizhev, Ruslan; Aphasizheva, Inna (septiembre de 2011). "Edición de inserción/eliminación de uridina en tripanosomas: un campo de juego para la transferencia de información guiada por ARN". CABLES ARN . 2 (5): 669–685. doi :10.1002/wrna.82. ISSN  1757-7004. PMC 3154072 . PMID  21823228. 
  13. ^ Blum, Beat; Simpson, Larry (julio de 1990). "Los ARN guía en las mitocondrias de los cinetoplástidos tienen una cola oligo (U) 3 'no codificada involucrada en el reconocimiento de la región preeditada". Celúla . 62 (2): 391–397. doi :10.1016/0092-8674(90)90375-o. ISSN  0092-8674. PMID  1695552. S2CID  2181338.
  14. ^ ab Connell, Gregory J.; Byrne, Elaine M.; Simpson, Larry (14 de febrero de 1997). "Guía la inserción de uridina independiente y dependiente de ARN en el ARNm del citocromo b en un lisado mitocondrial de Leishmania tarentolae PAPEL DE LA ESTRUCTURA SECUNDARIA DEL ARN". Revista de Química Biológica . 272 (7): 4212–4218. doi : 10.1074/jbc.272.7.4212 . ISSN  0021-9258. PMID  9020135.
  15. ^ Byrne, EM; Connell, GJ; Simpson, L. (diciembre de 1996). "Guía de edición de ARN de inserción de uridina dirigida por ARN in vitro". La Revista EMBO . 15 (23): 6758–6765. doi :10.1002/j.1460-2075.1996.tb01065.x. ISSN  0261-4189. PMC 452499 . PMID  8978701. 
  16. ^ ab Maslov, Dmitri A. (octubre de 2010). "Conjunto completo de ARNm mitocondriales paneditados en Leishmania mexicana amazonensis LV78". Parasitología Molecular y Bioquímica . 173 (2): 107-114. doi :10.1016/j.molbiopara.2010.05.013. ISSN  0166-6851. PMC 2913609 . PMID  20546801. 
  17. ^ Maslov, Dmitri A.; Simpson, Larry (agosto de 1992). "La polaridad de la edición dentro de un dominio mediado por ARNg múltiple se debe a la formación de anclajes para los ARNg ascendentes mediante la edición descendente". Celúla . 70 (3): 459–467. doi :10.1016/0092-8674(92)90170-H. PMID  1379519.
  18. ^ Brosius, Jürgen (2003), "La contribución de los ARN y la retroposición a las novedades evolutivas", Origen y evolución de nuevas funciones genéticas , Cuestiones contemporáneas en genética y evolución, vol. 10, Dordrecht: Springer Países Bajos, págs. 99–116, doi :10.1007/978-94-010-0229-5_1, ISBN 978-94-010-3982-6, recuperado el 24 de febrero de 2024
  19. ^ Deschamps, P.; Lara, E.; Marandé, W.; López-García, P.; Ekelund, F.; Moreira, D. (28 de octubre de 2010). "El análisis filogenómico de cinetoplastidos respalda que los tripanosomátidos surgieron de los bodónidos". Biología Molecular y Evolución . 28 (1): 53–58. doi :10.1093/molbev/msq289. ISSN  0737-4038. PMID  21030427.
  20. ^ Wiedenheft, Blake; Sternberg, Samuel H.; Doudna, Jennifer A. (febrero de 2012). "Sistemas de silenciamiento genético guiados por ARN en bacterias y arqueas". Naturaleza . 482 (7385): 331–338. Código Bib :2012Natur.482..331W. doi : 10.1038/naturaleza10886. ISSN  1476-4687. PMID  22337052. S2CID  205227944.
  21. ^ Bhaya, Devaki; Davison, Michelle; Barrangou, Rodolphe (2011). "Sistemas CRISPR-Cas en bacterias y arqueas: pequeños ARN versátiles para defensa y regulación adaptativa". Revista Anual de Genética . 45 : 273–297. doi :10.1146/annurev-genet-110410-132430. ISSN  1545-2948. PMID  22060043.
  22. ^ Charranes, Michael P.; Charranes, Rebecca M. (junio de 2011). "Sistemas inmunes adaptativos basados ​​en CRISPR". Opinión actual en microbiología . 14 (3): 321–327. doi :10.1016/j.mib.2011.03.005. ISSN  1879-0364. PMC 3119747 . PMID  21531607. 
  23. ^ Estuardo, Kenneth D.; Schnaufer, Achim; Ernst, Nancy Lewis; Panigrahi, Aswini K. (febrero de 2005). "Gestión compleja: edición de ARN en tripanosomas". Tendencias en Ciencias Bioquímicas . 30 (2): 97-105. doi :10.1016/j.tibs.2004.12.006. ISSN  0968-0004. PMID  15691655.
  24. ^ ab Jiang, Fuguo; Doudna, Jennifer A. (22 de mayo de 2017). "Estructuras y mecanismos CRISPR – Cas9". Revista Anual de Biofísica . 46 (1): 505–529. doi :10.1146/annurev-biophys-062215-010822. ISSN  1936-122X. PMID  28375731.
  25. ^ Chylinski, Krzysztof; Makarova, Kira S.; Charpentier, Emmanuelle; Koonin, Eugene V. (11 de abril de 2014). "Clasificación y evolución de sistemas CRISPR-Cas tipo II". Investigación de ácidos nucleicos . 42 (10): 6091–6105. doi : 10.1093/nar/gku241. ISSN  1362-4962. PMC 4041416 . PMID  24728998. 
  26. ^ Chylinski, Krzysztof; Le Rhun, Anaïs; Charpentier, Emmanuelle (mayo de 2013). "Las familias tracrRNA y Cas9 de los sistemas de inmunidad CRISPR-Cas tipo II". Biología del ARN . 10 (5): 726–737. doi :10.4161/rna.24321. ISSN  1547-6286. PMC 3737331 . PMID  23563642. 
  27. ^ Hsu, Patrick D.; Scott, David A.; Weinstein, Josué A.; Ran, F. Ann; Konermann, Silvana; Agarwala, Vineeta; Li, Yinqing; Bien, Eli J.; Wu, Xuebing; Shalem, Ofir; Cradick, Thomas J.; Marraffini, Luciano A.; Bao, pandilla; Zhang, Feng (septiembre de 2013). "ADN dirigido a la especificidad de las nucleasas Cas9 guiadas por ARN". Biotecnología de la Naturaleza . 31 (9): 827–832. doi :10.1038/nbt.2647. ISSN  1546-1696. PMC 3969858 . PMID  23873081. 
  28. ^ Doench, John G.; Harteniano, Ella; Graham, Daniel B.; Tothova, Zuzana; Hegde, Mudra; Smith, Ian; Sullender, Meagan; Ebert, Benjamín L.; Xavier, Ramnik J.; Root, David E. (diciembre de 2014). "Diseño racional de sgRNA altamente activos para la inactivación de genes mediada por CRISPR-Cas9". Biotecnología de la Naturaleza . 32 (12): 1262-1267. doi :10.1038/nbt.3026. ISSN  1546-1696. PMC 4262738 . PMID  25184501. 
  29. ^ Lin, Yanni; Cradick, Thomas J.; Marrón, Mateo T.; Deshmukh, Harshavardhan; Ranjan, Piyush; Sarode, Neha; Wile, Brian M.; Vertino, Paula M.; Stewart, Frank J.; Bao, Gang (junio de 2014). "Los sistemas CRISPR/Cas9 tienen actividad fuera del objetivo con inserciones o eliminaciones entre el ADN objetivo y las secuencias de ARN guía". Investigación de ácidos nucleicos . 42 (11): 7473–7485. doi : 10.1093/nar/gku402. ISSN  1362-4962. PMC 4066799 . PMID  24838573. 
  30. ^ Wong, Nathan; Liu, Weijun; Wang, Xiaowei (18 de septiembre de 2015). "WU-CRISPR: características de los ARN guía funcionales para el sistema CRISPR/Cas9". Biología del genoma . 16 : 218. doi : 10.1101/026971. PMC 4629399 . PMID  26521937 . Consultado el 25 de febrero de 2024 . 
  31. ^ Karvelis, Tautvydas; Gasiunas, Giedrio; Miksys, Algirdas; Barrangou, Rodolfo; Horvath, Philippe; Siksnys, Virginijus (1 de mayo de 2013). "crRNA y tracrRNA guían la interferencia del ADN mediada por Cas9 en Streptococcus thermophilus". Biología del ARN . 10 (5): 841–851. doi :10.4161/rna.24203. ISSN  1547-6286. PMC 3737341 . PMID  23535272. 
  32. ^ Bajo, Brenda L. (2002). "Edición de ARN mediante adenosina desaminasas que actúan sobre el ARN". Revista Anual de Bioquímica . 71 : 817–846. doi : 10.1146/annurev.biochem.71.110601.135501. ISSN  0066-4154. PMC 1823043 . PMID  12045112. 
  33. ^ Fukuda, Masatora; Umeno, Hiromitsu; Nariz, Kanako; Nishitarumizu, Azusa; Noguchi, Ryoma; Nakagawa, Hiroyuki (2 de febrero de 2017). "Construcción de un ARN guía para la mutagénesis de ARN dirigida al sitio utilizando la edición de ARN intracelular A a I". Informes científicos . 7 : 41478. Código Bib : 2017NatSR...741478F. doi :10.1038/srep41478. ISSN  2045-2322. PMC 5288656 . PMID  28148949. 
  34. ^ Maden, BE (1990). "Los numerosos nucleótidos modificados en el ARN ribosómico eucariota". Avances en la Investigación de Ácidos Nucleicos y Biología Molecular . 39 : 241–303. doi :10.1016/s0079-6603(08)60629-7. ISBN 978-0-12-540039-8. ISSN  0079-6603. PMID  2247610.
  35. ^ Ja, Minju; Kim, V. Narry (agosto de 2014). "Regulación de la biogénesis de microARN". Reseñas de la naturaleza. Biología celular molecular . 15 (8): 509–524. doi :10.1038/nrm3838. ISSN  1471-0080. PMID  25027649.

Otras lecturas