La medición del estrés vegetal es la cuantificación de los efectos ambientales sobre la salud de las plantas. Cuando las plantas están sujetas a condiciones de crecimiento menos que ideales, se considera que están bajo estrés . Los factores de estrés pueden afectar el crecimiento, la supervivencia y el rendimiento de los cultivos. La investigación sobre el estrés vegetal analiza la respuesta de las plantas a las limitaciones y los excesos de los principales factores abióticos ( luz, temperatura, agua y nutrientes ), y de otros factores de estrés que son importantes en situaciones particulares (por ejemplo, plagas, patógenos o contaminantes). La medición del estrés vegetal generalmente se centra en la toma de medidas de plantas vivas. Puede implicar evaluaciones visuales de la vitalidad de la planta, sin embargo, más recientemente el enfoque se ha trasladado al uso de instrumentos y protocolos que revelan la respuesta de procesos particulares dentro de la planta (especialmente, la fotosíntesis , la señalización celular vegetal y el metabolismo secundario de la planta ).
Las mediciones se pueden realizar a partir de plantas vivas utilizando equipos especializados. Entre los instrumentos más utilizados se encuentran aquellos que miden parámetros relacionados con la fotosíntesis ( contenido de clorofila , fluorescencia de clorofila , intercambio de gases ) o el uso del agua (porómetro, bomba de presión ). Además de estos instrumentos de uso general, los investigadores a menudo diseñan o adaptan otros instrumentos adaptados a la respuesta específica al estrés que están estudiando.
Los sistemas de fotosíntesis utilizan analizadores de gas infrarrojos (IRGAS) para medir la fotosíntesis. Los cambios de concentración de CO2 en las cámaras de las hojas se miden para proporcionar valores de asimilación de carbono para las hojas o para toda la planta. Las investigaciones han demostrado que la tasa de fotosíntesis está directamente relacionada con la cantidad de carbono asimilado por la planta. La medición del CO2 en el aire, antes de que entre en la cámara de las hojas, y su comparación con el aire medido para el CO2 después de que sale de la cámara de las hojas, proporciona este valor utilizando ecuaciones probadas. Estos sistemas también utilizan IRGAs, o sensores de humedad de estado sólido, para medir los cambios de H2O en las cámaras de las hojas. Esto se hace para medir la transpiración de las hojas y para corregir las mediciones de CO2 . El espectro de absorción de luz para CO2 y H2O se superponen un poco, por lo tanto, es necesaria una corrección para obtener resultados confiables de medición de CO2 . [ 2] La medición crítica para la mayoría de las mediciones de estrés de las plantas se designa como "A" o tasa de asimilación de carbono. Cuando una planta está bajo estrés, se asimila menos carbono. [3] Los IRGA de CO 2 son capaces de medir aproximadamente +/- 1 μmol o 1 ppm de CO 2 .
Debido a que estos sistemas son eficaces para medir la asimilación y la transpiración de carbono a tasas bajas, como las que se dan en las plantas estresadas, [4] a menudo se utilizan como estándar para comparar con otros tipos de instrumentos. [5] Los instrumentos de fotosíntesis vienen en versiones portátiles de campo y de laboratorio. También están diseñados para medir las condiciones ambientales ambientales, y algunos sistemas ofrecen un control variable del microclima de la cámara de medición. Los sistemas de control del microclima permiten ajustar la temperatura de la cámara de medición, el nivel de CO2 , el nivel de luz y el nivel de humedad para una investigación más detallada.
La combinación de estos sistemas con fluorómetros, puede ser especialmente efectiva para algunos tipos de estrés, y puede ser diagnóstica, por ejemplo en el estudio del estrés por frío y el estrés por sequía. [6] [3] [7]
La fluorescencia de clorofila emitida por las hojas de las plantas proporciona una idea de la salud de los sistemas fotosintéticos dentro de la hoja. Los fluorómetros de clorofila están diseñados para medir la fluorescencia variable del fotosistema II . Esta fluorescencia variable se puede utilizar para medir el nivel de estrés de la planta. Los protocolos más utilizados incluyen aquellos destinados a medir la eficiencia fotosintética del fotosistema II, tanto en la luz (ΔF/Fm') como en un estado adaptado a la oscuridad (Fv/Fm). Los fluorómetros de clorofila son, en su mayor parte, herramientas menos costosas que los sistemas de fotosíntesis, también tienen un tiempo de medición más rápido y tienden a ser más portátiles. Por estas razones, se han convertido en una de las herramientas más importantes para las mediciones de campo del estrés de las plantas.
La prueba Fv/Fm evalúa si el estrés de la planta afecta o no al fotosistema II en un estado adaptado a la oscuridad. Fv/Fm es el parámetro de medición de fluorescencia de clorofila más utilizado en el mundo. "La mayoría de las mediciones de fluorescencia se realizan actualmente utilizando fluorómetros modulados con la hoja en equilibrio en un estado conocido". (Neil Baker 2004) [6] [8]
La luz que es absorbida por una hoja sigue tres vías competitivas. Puede ser utilizada en fotoquímica para producir ATP y NADPH utilizados en la fotosíntesis, puede ser reemitida como fluorescencia o disipada como calor. [3] La prueba Fv/Fm está diseñada para permitir que la máxima cantidad de energía de la luz tome la vía de la fluorescencia. Compara el estado fluorescente prefotosintético de la hoja adaptada a la oscuridad, llamado fluorescencia mínima o Fo, con la fluorescencia máxima llamada Fm. En la fluorescencia máxima, la cantidad máxima de centros de reacción se ha reducido o cerrado por una fuente de luz saturada. En general, cuanto mayor es el estrés de la planta, menos centros de reacción abiertos hay disponibles y la relación Fv/Fm se reduce. Fv/Fm es un protocolo de medición que funciona para muchos tipos de estrés de la planta. [9] [10] [3]
En las mediciones de Fv/Fm, después de la adaptación a la oscuridad, se mide la fluorescencia mínima, utilizando una fuente de luz modulada. Esta es una medición de la fluorescencia de las antenas utilizando una intensidad de luz modulada que es demasiado baja para impulsar la fotosíntesis. A continuación, se utiliza un destello de luz intenso, o pulso de saturación, de duración limitada, para exponer la muestra y cerrar todos los centros de reacción disponibles. Con todos los centros de reacción disponibles cerrados, o reducidos químicamente, se mide la fluorescencia máxima. La diferencia entre la fluorescencia máxima y la fluorescencia mínima es Fv, o fluorescencia variable. Fv/Fm es una relación normalizada creada al dividir la fluorescencia variable por la fluorescencia máxima. Es una relación de medición que representa la máxima eficiencia cuántica potencial del Fotosistema II si todos los centros de reacción capaces estuvieran abiertos. Un valor de Fv/Fm en el rango de 0,79 a 0,84 es el valor óptimo aproximado para muchas especies de plantas, con valores reducidos que indican estrés de la planta (Maxwell K., Johnson GN 2000), (Kitajima y Butler, 1975). [11] Fv/Fm es una prueba rápida que suele tardar unos segundos. Fue desarrollada en 1975 por Kitajima y Butler. Los tiempos de adaptación a la oscuridad varían desde unos quince minutos hasta toda la noche. Algunos investigadores solo utilizan valores previos al amanecer. [9] [3]
Y(II) es un protocolo de medición desarrollado por Bernard Genty y publicado por primera vez en 1989 y 1990. [12] [13] Es una prueba adaptada a la luz que permite medir el estrés de las plantas mientras están realizando el proceso fotosintético en condiciones de iluminación de fotosíntesis en estado estable. Al igual que FvFm, Y(II) representa una relación de medición de la eficiencia de las plantas, pero en este caso, es una indicación de la cantidad de energía utilizada en la fotoquímica por el fotosistema II en condiciones de iluminación fotosintética en estado estable. Para la mayoría de los tipos de estrés de las plantas, Y(II) se correlaciona con la asimilación de carbono de las plantas de manera lineal en las plantas C 4. En las plantas C 3 , la mayoría de los tipos de estrés de las plantas se correlacionan con la asimilación de carbono de manera lineal curva. Según Maxwell y Johnson, una planta tarda entre quince y veinte minutos en alcanzar la fotosíntesis en estado estable a un nivel de luz específico. En el campo, las plantas que se encuentran a plena luz del sol, y no bajo un dosel o condiciones parcialmente nubladas, se consideran en estado estable. En esta prueba, los niveles de irradiación de luz y la temperatura de las hojas deben controlarse o medirse, porque si bien los niveles del parámetro Y(II) varían con la mayoría de los tipos de estrés de las plantas, también varían con el nivel de luz y la temperatura. [12] [13] Los valores de Y(II) serán más altos con niveles de luz más bajos que con niveles de luz más altos. Y(II) tiene la ventaja de que es más sensible a un mayor número de tipos de estrés de las plantas que Fv/Fm. [ cita requerida ]
La ETR, o tasa de transporte de electrones , también es un parámetro adaptado a la luz que está directamente relacionado con Y(II) por la ecuación, ETR = Y(II) × PAR × 0,84 × 0,5. Al multiplicar Y(II) por el nivel de luz de irradiación en el rango PAR (400 nm a 700 nm) en μmoles, multiplicado por la relación promedio de luz absorbida por la hoja 0,84, y multiplicado por la relación promedio de centros de reacción PSII a centros de reacción PSI , 0,50, [5] [14] [15] se logra la medición relativa de ETR. [16]
Los valores relativos de ETR son valiosos para las mediciones de estrés cuando se compara una planta con otra, siempre que las plantas a comparar tengan características de absorción de luz similares. [3] Las características de absorción de las hojas pueden variar según el contenido de agua, la edad y otros factores. [3] Si las diferencias de absorción son una preocupación, la absorción se puede medir con el uso de una esfera integradora . [10] Para valores de ETR más precisos, el valor de absorción de la hoja y la relación de los centros de reacción PSII a los centros de reacción PSI se pueden incluir en la ecuación. Si las diferentes relaciones de absorción de las hojas son un problema, o son una variable no deseada, entonces usar Y(II) en lugar de ETR, puede ser la mejor opción. Se deben transportar cuatro electrones por cada molécula de CO2 asimilada , o molécula de O2 evolucionada , pueden ocurrir diferencias con las mediciones de intercambio de gases, especialmente en plantas C3 , en condiciones que promueven la fotorrespiración, el transporte cíclico de electrones y la reducción de nitratos. [6] [3] [17]
Las mediciones de extinción se han utilizado tradicionalmente para mediciones de estrés lumínico y estrés térmico. [ cita requerida ] Además, se han utilizado para estudiar los mecanismos fotoprotectores de las plantas, las transiciones de estado, la fotoinhibición de las plantas y la distribución de la energía luminosa en las plantas.
Los parámetros del modelo de lago fueron proporcionados por Dave Kramer en 2004. [18] Desde entonces, Luke Hendrickson ha proporcionado parámetros simplificados del modelo de lago que permiten la resurrección del parámetro NPQ, del modelo de charco, nuevamente en el modelo de lago. [19] [20]
OJIP u OJIDP es una técnica de fluorescencia de clorofila adaptada a la oscuridad que se utiliza para medir el estrés de las plantas. Se ha descubierto que al utilizar una escala de alta resolución temporal, el ascenso a la fluorescencia máxima desde la fluorescencia mínima tiene picos y caídas intermedias, designados por la nomenclatura OJID y P. A lo largo de los años, ha habido múltiples teorías sobre lo que significan el ascenso, la escala temporal, los picos y las caídas. Además, hay más de una escuela sobre cómo se debe utilizar esta información para las pruebas de estrés de las plantas (Strasser 2004), (Vredenburg 2004, 2009, 2011). [3] [21] [22] [23] [24] Al igual que Fv/Fm y los otros protocolos, la investigación muestra que OJIP funciona mejor para algunos tipos de estrés de las plantas que para otros. [ cita requerida ]
Se trata de instrumentos que utilizan la transmisión de luz a través de una hoja, en dos longitudes de onda, para determinar el verdor y el grosor de las hojas. La transmisión en el rango infrarrojo proporciona una medida relacionada con el grosor de la hoja, y una longitud de onda en el rango de la luz roja se utiliza para determinar el verdor. La relación de la transmisión de las dos longitudes de onda proporciona un índice de contenido de clorofila que se conoce como CCI o, alternativamente, como índice SPAD. [25] [26] El CCI es una escala lineal y el SPAD es una escala logarítmica. [25] [26] Se ha demostrado que estos instrumentos y escalas se correlacionan con las pruebas químicas de clorofila para el contenido de clorofila, excepto en niveles muy altos. [25] [26]
Los medidores de contenido de clorofila se utilizan comúnmente para la medición del estrés de nutrientes de las plantas, que incluye el estrés de nitrógeno y el estrés de azufre. Debido a que la investigación ha demostrado que, si se utilizan correctamente, los medidores de contenido de clorofila son confiables para el trabajo de gestión del nitrógeno, estos medidores a menudo son los instrumentos de elección para el manejo de fertilizantes de cultivos porque son relativamente económicos. [27] [28] La investigación ha demostrado que al comparar plantas bien fertilizadas con plantas de prueba, la relación del índice de contenido de clorofila de las plantas de prueba, dividido por el índice de contenido de clorofila de las plantas bien fertilizadas, proporcionará una relación que es una indicación de cuándo debe ocurrir la fertilización y qué cantidad debe usarse. Es común utilizar un grupo de cultivos bien fertilizados en un campo específico y, a veces, en diferentes áreas del mismo campo, como referencia de fertilización, debido a las diferencias de un campo a otro y dentro de un campo. La investigación realizada hasta la fecha utiliza [ aclaración necesaria ] diez y treinta mediciones en cultivos de prueba y bien fertilizados, para proporcionar valores promedio. Se han realizado estudios para maíz y trigo. Un artículo sugiere que cuando la proporción cae por debajo del 95%, es el momento de aplicar fertilizantes. También se recomiendan las cantidades de fertilizantes. [27] [28]
Los consultores de cultivos también utilizan estas herramientas para recomendaciones de fertilizantes. Sin embargo, debido a que los protocolos científicos estrictos requieren más tiempo y son más costosos, los consultores a veces utilizan plantas bien fertilizadas ubicadas en áreas bajas como las plantas bien fertilizadas estándar. Por lo general, también utilizan menos mediciones. La evidencia de este enfoque implica discusiones anecdóticas con consultores de cultivos. Los medidores de contenido de clorofila son sensibles tanto al estrés de nitrógeno como al de azufre en niveles utilizables. Los fluorómetros de clorofila requieren un ensayo especial, que involucra un alto nivel de luz actínica en combinación con estrés de nitrógeno, para medir el estrés de nitrógeno en niveles utilizables. [29] Además, los fluorómetros de clorofila solo detectarán el estrés de azufre en niveles de inanición. [10] [3] Para obtener mejores resultados, las mediciones del contenido de clorofila deben realizarse cuando no haya déficit de agua. [ cita requerida ] Los sistemas de fotosíntesis detectarán tanto el estrés de nitrógeno como el de azufre. [ cita requerida ]