Las escalas de hidrofobicidad son valores que definen la hidrofobicidad o hidrofilicidad relativa de los residuos de aminoácidos . Cuanto más positivo sea el valor, más hidrofóbicos son los aminoácidos ubicados en esa región de la proteína. Estas escalas se utilizan comúnmente para predecir las hélices alfa transmembrana de las proteínas de membrana . Al medir consecutivamente los aminoácidos de una proteína, los cambios en el valor indican la atracción de regiones proteínicas específicas hacia la región hidrofóbica dentro de la bicapa lipídica .
El carácter hidrofóbico o hidrofílico de un compuesto o aminoácido es su carácter hidropático, [1] hidropaticidad o hidropatía.
El efecto hidrofóbico representa la tendencia del agua a excluir moléculas no polares. El efecto se origina por la ruptura de enlaces de hidrógeno altamente dinámicos entre moléculas de agua líquida. Los grupos químicos polares, como el grupo OH en metanol , no causan el efecto hidrofóbico. Sin embargo, una molécula de hidrocarburo puro, por ejemplo hexano , no puede aceptar o donar enlaces de hidrógeno al agua. La introducción de hexano en agua causa la ruptura de la red de enlaces de hidrógeno entre moléculas de agua. Los enlaces de hidrógeno se reconstruyen parcialmente construyendo una "jaula" de agua alrededor de la molécula de hexano, similar a la de los hidratos de clatrato formados a temperaturas más bajas. La movilidad de las moléculas de agua en la "jaula" (o capa de solvatación ) está fuertemente restringida. Esto conduce a pérdidas significativas en la entropía traslacional y rotacional de las moléculas de agua y hace que el proceso sea desfavorable en términos de energía libre del sistema. [2] [3] [4] [5] En términos de termodinámica, el efecto hidrofóbico es el cambio de energía libre del agua que rodea a un soluto. [6] Un cambio positivo de energía libre del solvente circundante indica hidrofobicidad, mientras que un cambio negativo de energía libre implica hidrofilicidad. De esta manera, el efecto hidrofóbico no solo puede localizarse, sino también descomponerse en contribuciones entálpicas y entrópicas .
Se han desarrollado varias escalas de hidrofobicidad diferentes. [3] [1] [7] [8] [9] El sitio web Expasy Protscale enumera un total de 22 escalas de hidrofobicidad. [10]
Existen claras diferencias entre las cuatro escalas que se muestran en la tabla. [11] Tanto la segunda como la cuarta escalas ubican a la cisteína como el residuo más hidrofóbico, a diferencia de las otras dos escalas. Esta diferencia se debe a los diferentes métodos utilizados para medir la hidrofobicidad. El método utilizado para obtener las escalas de Janin y Rose et al. fue examinar proteínas con estructuras 3-D conocidas y definir el carácter hidrofóbico como la tendencia de un residuo a encontrarse dentro de una proteína en lugar de en su superficie. [12] [13] Dado que la cisteína forma enlaces disulfuro que deben ocurrir dentro de una estructura globular, la cisteína se clasifica como la más hidrofóbica. La primera y la tercera escalas se derivan de las propiedades fisicoquímicas de las cadenas laterales de los aminoácidos. Estas escalas resultan principalmente de la inspección de las estructuras de los aminoácidos. [14] [1] Biswas et al., dividieron las escalas en función del método utilizado para obtener la escala en cinco categorías diferentes. [3]
El método más común para medir la hidrofobicidad de los aminoácidos es la partición entre dos fases líquidas inmiscibles. Los disolventes orgánicos más utilizados para imitar el interior de la proteína son diferentes. Sin embargo, los disolventes orgánicos son ligeramente miscibles con agua y las características de ambas fases cambian, lo que dificulta obtener una escala de hidrofobicidad pura. [3] Nozaki y Tanford propusieron la primera escala de hidrofobicidad importante para nueve aminoácidos. [15] Se utilizan etanol y dioxano como disolventes orgánicos y se calculó la energía libre de transferencia de cada aminoácido. Las fases no líquidas también se pueden utilizar con métodos de partición, como fases micelares y fases de vapor. Se han desarrollado dos escalas utilizando fases micelares. [16] [17] Fendler et al. midieron la partición de 14 aminoácidos radiomarcados utilizando micelas de dodecil sulfato de sodio (SDS) . Además, la afinidad de la cadena lateral de aminoácidos por el agua se midió utilizando fases de vapor. [14] Las fases de vapor representan las fases no polares más simples, porque no tienen interacción con el soluto. [18] Wolfenden estudió el potencial de hidratación y su correlación con la aparición de aminoácidos en la superficie de las proteínas. Se utilizaron fases acuosas y poliméricas en el desarrollo de una nueva escala de partición. [19] Los métodos de partición tienen muchos inconvenientes. En primer lugar, es difícil imitar el interior de la proteína. [20] [21] Además, el papel de la autosolvatación hace que el uso de aminoácidos libres sea muy difícil. Además, los enlaces de hidrógeno que se pierden en la transferencia a disolventes orgánicos no se reforman, sino que a menudo se hacen en el interior de la proteína. [22]
Las escalas de hidrofobicidad también se pueden obtener calculando las áreas superficiales accesibles al solvente para los residuos de aminoácidos en la cadena polipeptídica expandida [22] o en la hélice alfa y multiplicando las áreas superficiales por los parámetros de solvatación empíricos para los tipos de átomos correspondientes. [3] Se construyó una escala de hidrofobicidad de área superficial accesible al solvente diferencial basada en proteínas como redes compactadas cerca de un punto crítico, debido a la autoorganización por evolución, con base en el comportamiento de ley de potencia asintótica (autosimilar). [23] [24] Esta escala se basa en un estudio bioinformático de 5526 estructuras de alta resolución del Protein Data Bank. Esta escala diferencial tiene dos ventajas comparativas: (1) es especialmente útil para tratar cambios en interacciones agua-proteína que son demasiado pequeños para ser accesibles a cálculos de campo de fuerza convencionales, y (2) para estructuras homólogas, puede producir correlaciones con cambios en propiedades a partir de mutaciones en las secuencias de aminoácidos solo, sin determinar cambios estructurales correspondientes, ya sea in vitro o in vivo.
La cromatografía líquida en fase reversa (RPLC) es el método cromatográfico más importante para medir la hidrofobicidad de los solutos. [3] [25] La fase estacionaria no polar imita las membranas biológicas. El uso de péptidos tiene muchas ventajas porque la partición no se extiende por las cargas terminales en RPLC. Además, la formación de estructuras secundarias se evita utilizando péptidos de secuencia corta. La derivatización de aminoácidos es necesaria para facilitar su partición en una fase enlazada C18. Otra escala se había desarrollado en 1971 y utilizó la retención de péptidos en gel hidrófilo. [26] 1-butanol y piridina se utilizaron como fase móvil en esta escala particular y la glicina se utilizó como valor de referencia. Pliska y sus colaboradores [27] utilizaron cromatografía de capa fina para relacionar los valores de movilidad de los aminoácidos libres con sus hidrofobicidades. Hace aproximadamente una década, se publicó otra escala de hidrofilicidad, esta escala utilizó cromatografía líquida en fase normal y mostró la retención de 121 péptidos en una columna de amida-80. [28] Los valores absolutos y las clasificaciones relativas de la hidrofobicidad determinados por métodos cromatográficos pueden verse afectados por una serie de parámetros, entre los que se incluyen el área de superficie de sílice y el diámetro de poro, la elección y el pH del tampón acuoso, la temperatura y la densidad de unión de las cadenas de la fase estacionaria. [3]
Este método utiliza tecnología recombinante de ADN y proporciona una medida real de la estabilidad de las proteínas. En sus estudios detallados de mutagénesis dirigida, Utani y sus colaboradores sustituyeron 19 aminoácidos en Trp49 de la triptófano sintasa y midieron la energía libre de desdoblamiento. Descubrieron que el aumento de la estabilidad es directamente proporcional al aumento de la hidrofobicidad hasta un cierto límite de tamaño. La principal desventaja del método de mutagénesis dirigida es que no todos los 20 aminoácidos naturales pueden sustituir a un solo residuo en una proteína. Además, estos métodos tienen problemas de costo y solo son útiles para medir la estabilidad de las proteínas. [3] [29]
Las escalas de hidrofobicidad desarrolladas por métodos de propiedades físicas se basan en la medición de diferentes propiedades físicas. Algunos ejemplos incluyen la capacidad calorífica molar parcial, la temperatura de transición y la tensión superficial. Los métodos físicos son fáciles de usar y flexibles en términos de soluto. La escala de hidrofobicidad más popular se desarrolló midiendo los valores de tensión superficial para los 20 aminoácidos naturales en solución de NaCl. [30] La principal desventaja de las mediciones de tensión superficial es que los enlaces de hidrógeno rotos y los grupos cargados neutralizados permanecen en la interfaz aire-solución. [3] [1] Otro método de propiedad física implica medir la energía libre de solvatación. [31] La energía libre de solvatación se estima como un producto de la accesibilidad de un átomo al solvente y un parámetro de solvatación atómica. Los resultados indican que la energía libre de solvatación disminuye en un promedio de 1 Kcal/residuo al plegarse. [3]
Palliser y Parry examinaron alrededor de 100 escalas y descubrieron que pueden usarlas para localizar cadenas B en la superficie de las proteínas. [32] Las escalas de hidrofobicidad también se usaron para predecir la preservación del código genético. [33] Trinquier observó un nuevo orden de las bases que refleja mejor el carácter conservado del código genético. [3] Creyeron que el nuevo orden de las bases era uracilo-guanina-cistosina-adenina (UGCA) que reflejaba mejor el carácter conservado del código genético en comparación con el orden UCAG comúnmente visto. [3]
Las escalas de hidrofobicidad de residuos completos de Wimley-White son significativas por dos razones. En primer lugar, incluyen las contribuciones de los enlaces peptídicos y de las cadenas laterales, lo que proporciona valores absolutos. En segundo lugar, se basan en valores directos determinados experimentalmente para las energías libres de transferencia de polipéptidos.
Se han medido dos escalas de hidrofobicidad de residuos completos:
El sitio web de Stephen H. White [34] proporciona un ejemplo de escalas de hidrofobicidad de residuos completos que muestran la energía libre de transferencia ΔG(kcal/mol) desde el agua a la interfaz POPC y al n-octanol. [34] Estas dos escalas se utilizan juntas para hacer gráficos de hidropatía de residuos completos. [34] El gráfico de hidropatía construido utilizando ΔG woct − ΔG wif muestra picos favorables en la escala absoluta que corresponden a las hélices TM conocidas. Por lo tanto, los gráficos de hidropatía de residuos completos ilustran por qué los segmentos transmembrana prefieren una ubicación transmembrana en lugar de una de superficie. [35] [36] [37] [38]
La mayoría de las escalas de hidrofobicidad existentes se derivan de las propiedades de los aminoácidos en sus formas libres o como parte de un péptido corto. La escala de hidrofobicidad de Bandyopadhyay-Mehler se basó en la partición de aminoácidos en el contexto de la estructura de la proteína. La estructura de la proteína es un mosaico complejo de varios medios dieléctricos generados por la disposición de diferentes aminoácidos. Por lo tanto, las diferentes partes de la estructura de la proteína probablemente se comportarían como solventes con diferentes valores dieléctricos. Para simplificar, cada estructura de proteína se consideró como una mezcla inmiscible de dos solventes, el interior de la proteína y el exterior de la proteína. El entorno local alrededor de cada aminoácido individual (denominado "microambiente") se calculó tanto para el interior como para el exterior de la proteína. La relación proporciona la escala de hidrofobicidad relativa para aminoácidos individuales. El cálculo se entrenó en estructuras cristalinas de proteínas de alta resolución. Este descriptor cuantitativo para el microambiente se derivó del coeficiente de partición octanol-agua (conocido como Constantes Fragmentales de Rekker), ampliamente utilizado para farmacóforos. Esta escala se correlaciona bien con los métodos existentes, basados en particiones y cálculos de energía libre. La ventaja de esta escala es que es más realista, ya que se trata del contexto de estructuras proteínicas reales. [9]
En el campo de la ingeniería , la hidrofobicidad (o capacidad de deshumectación ) de una superficie plana (por ejemplo, una encimera de cocina o una sartén) se puede medir por el ángulo de contacto de la gota de agua. Un equipo de la Universidad de Nebraska-Lincoln ideó recientemente un enfoque computacional que puede relacionar la escala de hidrofobicidad molecular de las cadenas de aminoácidos con el ángulo de contacto de la nanogota de agua. [39] El equipo construyó redes planas compuestas de cadenas laterales de aminoácidos unificadas con la estructura nativa de la proteína de hoja beta. Mediante la simulación de dinámica molecular, el equipo puede medir el ángulo de contacto de la nanogota de agua en las redes planas (caHydrophobicity).
Por otra parte, estudios previos muestran que el mínimo de potencial químico en exceso de un soluto de esfera dura con respecto al de la masa exhibe una dependencia lineal del valor del coseno del ángulo de contacto. [40] Con base en los potenciales químicos en exceso calculados del soluto de Weeks-Chandler-Andersen de tamaño de metano puramente repulsivo con respecto al de la masa, se calculan los valores extrapolados del valor del coseno del ángulo de contacto (ccHidrofobicidad), que se pueden usar para cuantificar la hidrofobicidad de las cadenas laterales de aminoácidos con comportamientos de humectación completos.
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