La medición del estrés de las plantas es la cuantificación de los efectos ambientales sobre la salud de las plantas. Cuando las plantas se someten a condiciones de crecimiento que no son las ideales, se considera que están bajo estrés . Los factores de estrés pueden afectar el crecimiento, la supervivencia y el rendimiento de los cultivos. La investigación sobre el estrés de las plantas analiza la respuesta de las plantas a las limitaciones y excesos de los principales factores abióticos ( luz, temperatura, agua y nutrientes ) y de otros factores de estrés que son importantes en situaciones particulares (por ejemplo, plagas, patógenos o contaminantes). La medición del estrés de las plantas generalmente se centra en tomar medidas de plantas vivas. Puede implicar evaluaciones visuales de la vitalidad de la planta; sin embargo, más recientemente la atención se ha centrado en el uso de instrumentos y protocolos que revelan la respuesta de procesos particulares dentro de la planta (especialmente, la fotosíntesis , la señalización de las células vegetales y el metabolismo secundario de la planta ).
Se pueden realizar mediciones a partir de plantas vivas utilizando equipos especializados. Entre los instrumentos más utilizados se encuentran los que miden parámetros relacionados con la fotosíntesis ( contenido de clorofila , fluorescencia de clorofila , intercambio gaseoso ) o el uso del agua (porómetro, bomba de presión ). Además de estos instrumentos de propósito general, los investigadores suelen diseñar o adaptar otros instrumentos adaptados a la respuesta específica al estrés que están estudiando.
Los sistemas de fotosíntesis utilizan analizadores de gases infrarrojos (IRGAS) para medir la fotosíntesis. Los cambios de concentración de CO 2 en las cámaras de las hojas se miden para proporcionar valores de asimilación de carbono para las hojas o plantas enteras. Las investigaciones han demostrado que la tasa de fotosíntesis está directamente relacionada con la cantidad de carbono asimilado por la planta. Medir el CO 2 en el aire, antes de que entre en la cámara de la hoja, y compararlo con el aire medido en cuanto a CO 2 después de que sale de la cámara de la hoja, proporciona este valor mediante ecuaciones comprobadas. Estos sistemas también utilizan IRGA, o sensores de humedad de estado sólido, para medir los cambios de H 2 O en las cámaras de las hojas. Esto se hace para medir la transpiración de las hojas y corregir las mediciones de CO 2 . El espectro de absorción de luz para CO 2 y H 2 O se superpone un poco, por lo que es necesaria una corrección para obtener resultados de medición de CO 2 fiables . [2] La medida crítica para la mayoría de las mediciones de estrés de las plantas se designa con "A" o tasa de asimilación de carbono. Cuando una planta está bajo estrés, asimila menos carbono. [3] Los IRGA de CO 2 son capaces de medir aproximadamente +/- 1 μmol o 1 ppm de CO 2 .
Debido a que estos sistemas son eficaces para medir la asimilación y la transpiración de carbono a tasas bajas, como se encuentra en las plantas estresadas, [4] a menudo se utilizan como estándar para comparar con otros tipos de instrumentos. [5] Los instrumentos de fotosíntesis vienen en versiones portátiles de campo y de laboratorio. También están diseñados para medir las condiciones ambientales y algunos sistemas ofrecen control de microclima variable de la cámara de medición. Los sistemas de control de microclima permiten ajustar la temperatura de la cámara de medición, el nivel de CO 2 , el nivel de luz y el nivel de humedad para una investigación más detallada.
La combinación de estos sistemas con fluorómetros puede ser especialmente efectiva para algunos tipos de estrés y puede ser diagnóstica, por ejemplo en el estudio del estrés por frío y por sequía. [6] [3] [7]
La fluorescencia de la clorofila emitida por las hojas de las plantas da una idea de la salud de los sistemas fotosintéticos dentro de la hoja. Los fluorómetros de clorofila están diseñados para medir la fluorescencia variable del fotosistema II . Esta fluorescencia variable se puede utilizar para medir el nivel de estrés de las plantas. Los protocolos más utilizados incluyen aquellos destinados a medir la eficiencia fotosintética del fotosistema II, tanto en la luz (ΔF/Fm') como en un estado adaptado a la oscuridad (Fv/Fm). Los fluorómetros de clorofila son, en su mayor parte, herramientas menos costosas que los sistemas de fotosíntesis, además tienen un tiempo de medición más rápido y tienden a ser más portátiles. Por estas razones se han convertido en una de las herramientas más importantes para las mediciones de campo del estrés de las plantas.
Fv/Fm prueba si el estrés de la planta afecta o no al fotosistema II en un estado adaptado a la oscuridad. Fv/Fm es el parámetro de medición de la fluorescencia de la clorofila más utilizado en el mundo. "La mayoría de las mediciones de fluorescencia se realizan ahora utilizando fluorómetros modulados con la hoja en un estado conocido". (Neil Baker 2004) [6] [8]
La luz que es absorbida por una hoja sigue tres vías competitivas. Puede usarse en fotoquímica para producir ATP y NADPH utilizados en la fotosíntesis, puede reemitirse como fluorescencia o disiparse como calor. [3] La prueba Fv/Fm está diseñada para permitir que la máxima cantidad de energía luminosa siga la vía de fluorescencia. Compara el estado fluorescente prefotosintético de la hoja adaptado a la oscuridad, llamado fluorescencia mínima, o Fo, con la fluorescencia máxima llamada Fm. En fluorescencia máxima, el número máximo de centros de reacción se ha reducido o cerrado mediante una fuente de luz saturada. En general, cuanto mayor es el estrés de la planta, menos centros de reacción abiertos están disponibles y la relación Fv/Fm disminuye. Fv/Fm es un protocolo de medición que funciona para muchos tipos de estrés en las plantas. [9] [10] [3]
En las mediciones de Fv/Fm, después de la adaptación a la oscuridad, se mide la fluorescencia mínima utilizando una fuente de luz modulada. Se trata de una medición de la fluorescencia de las antenas utilizando una intensidad de luz modulada que es demasiado baja para impulsar la fotosíntesis. A continuación, se utiliza un destello de luz intenso, o pulso de saturación, de duración limitada, para exponer la muestra y cerrar todos los centros de reacción disponibles. Con todos los centros de reacción disponibles cerrados o químicamente reducidos, se mide la fluorescencia máxima. La diferencia entre fluorescencia máxima y fluorescencia mínima es Fv o fluorescencia variable. Fv/Fm es una relación normalizada creada dividiendo la fluorescencia variable por la fluorescencia máxima. Es una relación de medición que representa la máxima eficiencia cuántica potencial del Fotosistema II si todos los centros de reacción capaces estuvieran abiertos. Un valor Fv/Fm en el rango de 0,79 a 0,84 es el valor óptimo aproximado para muchas especies de plantas, y valores más bajos indican estrés en la planta (Maxwell K., Johnson GN 2000), (Kitajima y Butler, 1975). [11] Fv/Fm es una prueba rápida que normalmente tarda unos segundos. Fue desarrollado alrededor de 1975 por Kitajima y Butler. Los tiempos de adaptación a la oscuridad varían desde unos quince minutos hasta toda la noche. Algunos investigadores sólo utilizarán valores antes del amanecer. [9] [3]
Y(II) es un protocolo de medición desarrollado por Bernard Genty con las primeras publicaciones en 1989 y 1990. [12] [13] Es una prueba adaptada a la luz que permite medir el estrés de la planta mientras la planta se encuentra en el proceso fotosintético. en condiciones de iluminación de fotosíntesis de estado estable. Al igual que FvFm, Y(II) representa una relación de medición de la eficiencia de la planta, pero en este caso, es una indicación de la cantidad de energía utilizada en fotoquímica por el fotosistema II en condiciones de iluminación fotosintéticas en estado estacionario. Para la mayoría de los tipos de estrés vegetal, Y(II) se correlaciona con la asimilación de carbono de forma lineal en las plantas C 4 . En las plantas C 3 , la mayoría de los tipos de estrés de las plantas se correlacionan con la asimilación de carbono en una forma curva lineal. Según Maxwell y Johnson, una planta tarda entre quince y veinte minutos en alcanzar la fotosíntesis en estado estacionario con un nivel de luz específico. En el campo, las plantas a plena luz del sol, y no bajo un dosel o en condiciones parcialmente nubladas, se consideran en estado estacionario. En esta prueba, se deben controlar o medir los niveles de irradiación de luz y la temperatura de las hojas, porque si bien los niveles del parámetro Y(II) varían con la mayoría de los tipos de estrés de la planta, también varían con el nivel de luz y la temperatura. [12] [13] Los valores de Y(II) serán mayores en niveles de luz más bajos que en niveles de luz más altos. Y(II) tiene la ventaja de que es más sensible a un mayor número de tipos de estrés en las plantas que Fv/Fm. [ cita necesaria ]
ETR, o tasa de transporte de electrones , también es un parámetro adaptado a la luz que está directamente relacionado con Y(II) mediante la ecuación, ETR = Y(II) × PAR × 0,84 × 0,5. Multiplicando Y(II) por el nivel de luz de irradiación en el rango PAR (400 nm a 700 nm) en μmoles, multiplicado por la relación promedio de luz absorbida por la hoja 0,84 y multiplicado por la relación promedio de centros de reacción PSII a PSI centros de reacción, se logra una medición de ETR relativa de 0,50, [5] [14] [15] . [dieciséis]
Los valores de ETR relativos son valiosos para medir el estrés al comparar una planta con otra, siempre que las plantas a comparar tengan características de absorción de luz similares. [3] Las características de absorción de las hojas pueden variar según el contenido de agua, la edad y otros factores. [3] Si las diferencias de absorción son motivo de preocupación, la absorción se puede medir con el uso de una esfera integradora . [10] Para obtener valores de ETR más precisos, se pueden incluir en la ecuación el valor de absorción de la hoja y la relación entre los centros de reacción de PSII y los centros de reacción de PSI. Si los diferentes índices de absorción de las hojas son un problema, o son una variable no deseada, entonces usar Y(II) en lugar de ETR puede ser la mejor opción. Se deben transportar cuatro electrones por cada molécula de CO 2 asimilada o molécula de O 2 liberada; pueden ocurrir diferencias con las mediciones de intercambio de gases, especialmente en plantas de C 3 , en condiciones que promueven la fotorrespiración, el transporte cíclico de electrones y la reducción de nitratos. [6] [3] [17]
Las mediciones de enfriamiento se han utilizado tradicionalmente para mediciones de estrés ligero y estrés térmico. [ cita necesaria ] Además, se han utilizado para estudiar los mecanismos fotoprotectores de las plantas, las transiciones de estado, la fotoinhibición de las plantas y la distribución de la energía luminosa en las plantas.
Los parámetros del modelo de lago fueron proporcionados por Dave Kramer en 2004. [18] Desde entonces, Luke Hendrickson ha proporcionado parámetros de modelo de lago simplificados que permiten la resurrección del parámetro NPQ, del modelo de charco, nuevamente al modelo de lago. [19] [20]
OJIP u OJIDP es una técnica de fluorescencia de clorofila adaptada a la oscuridad que se utiliza para medir el estrés de las plantas. Se ha descubierto que al utilizar una escala de alta resolución temporal, el aumento hasta la fluorescencia máxima desde la fluorescencia mínima tiene picos y caídas intermedios, designados por la nomenclatura OJID y P. A lo largo de los años, ha habido múltiples teorías sobre lo que significan el aumento, la escala de tiempo, los picos y las caídas. Además, hay más de una escuela sobre cómo se debe utilizar esta información para las pruebas de estrés de las plantas (Strasser 2004), (Vredenburg 2004, 2009, 2011). [3] [21] [22] [23] [24] Al igual que Fv/Fm y los otros protocolos, la investigación muestra que OJIP funciona mejor para algunos tipos de estrés de las plantas que para otros. [ cita necesaria ]
Se trata de instrumentos que utilizan la transmisión de luz a través de una hoja, en dos longitudes de onda, para determinar el verdor y el grosor de las hojas. La transmisión en el rango de infrarrojos proporciona una medición relacionada con el grosor de las hojas y una longitud de onda en el rango de luz roja se utiliza para determinar el verdor. La relación de transmisión de las dos longitudes de onda proporciona un índice del contenido de clorofila que se denomina CCI o, alternativamente, índice SPAD. [25] [26] CCI es una escala lineal y SPAD es una escala logarítmica. [25] [26] Se ha demostrado que estos instrumentos y escalas se correlacionan con las pruebas químicas de clorofila para determinar el contenido de clorofila, excepto en niveles muy altos. [25] [26]
Los medidores de contenido de clorofila se usan comúnmente para medir el estrés de las plantas por nutrientes, que incluye el estrés por nitrógeno y el estrés por azufre. Debido a que las investigaciones han demostrado que, si se usan correctamente, los medidores del contenido de clorofila son confiables para el trabajo de manejo del nitrógeno, estos medidores suelen ser los instrumentos elegidos para el manejo de fertilizantes para cultivos porque son relativamente económicos. [27] [28] Las investigaciones han demostrado que al comparar plantas bien fertilizadas con plantas de prueba, la proporción del índice de contenido de clorofila de las plantas de prueba, dividida por el índice de contenido de clorofila de las plantas bien fertilizadas, proporcionará una proporción que es una indicación de cuándo debe ocurrir la fertilización y cuánto debe usarse. Es común utilizar un rodal de cultivos bien fertilizado en un campo específico y, a veces, en diferentes áreas del mismo campo, como referencia de fertilización, debido a las diferencias de un campo a otro y dentro de un campo. La investigación realizada hasta la fecha utiliza [ se necesita aclaración ] diez o treinta mediciones en cultivos de prueba y bien fertilizados, para proporcionar valores promedio. Se han realizado estudios para el maíz y el trigo. Un artículo sugiere que cuando la proporción cae por debajo del 95%, es hora de fertirrigación. También se recomiendan las cantidades de fertilizante. [27] [28]
Los consultores de cultivos también utilizan estas herramientas para recomendar fertilizantes. Sin embargo, debido a que los protocolos científicos estrictos consumen más tiempo y son más costosos, los consultores a veces utilizan plantas bien fertilizadas ubicadas en áreas bajas como plantas bien fertilizadas estándar. Por lo general, también utilizan menos medidas. La evidencia de este enfoque implica discusiones anecdóticas con consultores de cultivos. Los medidores de contenido de clorofila son sensibles al estrés tanto de nitrógeno como de azufre en niveles utilizables. Los fluorómetros de clorofila requieren un ensayo especial, que involucra un alto nivel de luz actínica en combinación con estrés de nitrógeno, para medir el estrés de nitrógeno en niveles utilizables. [29] Además, los fluorómetros de clorofila sólo detectarán el estrés por azufre en niveles de inanición. [10] [3] Para obtener mejores resultados, las mediciones del contenido de clorofila deben realizarse cuando no haya déficit de agua. [ cita necesaria ] Los sistemas de fotosíntesis detectarán el estrés tanto de nitrógeno como de azufre. [ cita necesaria ]