Enteromyxum leei es una especie de mixozoo , [1] parásito histozoario que infecta el tracto intestinal y, a veces, los órganos asociados, como la vesícula biliar y el hígado, de varias especies de peces teleósteos. Los mixozoos son metazoos microscópicos, con un estilo de vida parasitario obligado. Las etapas parasitarias de esta especie viven en el espacio paracelular entre los enterocitos de los peces. Es el agente causal de la enteromixosis, o enfermedad demacrativa, también conocida como "síndrome de la hoja de afeitar" en los peces espáridos. E. leei tiene un amplio hospedador y rango geográfico dentro de los peces marinos (al menos 60 especies de 22 familias diferentes, principalmente Perciformes ), e incluso peces de agua dulce han sido infectados experimentalmente. E. leei surgió inicialmente en el Mediterráneo a fines de la década de 1980 y se cree que se introdujo involuntariamente en el Mar Rojo. [2] [3] Su patogenicidad e impacto económico dependen de la especie hospedadora. En la dorada se manifiesta como una enfermedad crónica que provoca anorexia, retraso del crecimiento con pérdida de peso, caquexia, menor comerciabilidad y aumento de la mortalidad. En otras especies no presenta signos clínicos. En la dorada picuda la infección produce tasas de mortalidad muy elevadas, lo que ha empujado a los piscicultores a abandonar el cultivo de esta especie de pez.
Enteromyxum leei fue descrito anteriormente como Myxidium leei , [4] e inicialmente reportado en doradas cultivadas (GSB) ( Sparus aurata ) del sur de Chipre. La morfología de las mixosporas de este parásito difiere ligeramente de otras de la familia Myxiidae: las cápsulas polares están ubicadas terminalmente y son alargadas en lugar de subesféricas (como en Myxidium ), pero se abren hacia un lado y sus forámenes no están ubicados en el plano sutural (como en Zschokkella); la línea sutural no divide la espora en dos, sino que es bastante ondulada y no llega a las extremidades de la espora (como en muchas Zschokkella). Posteriormente, se formó una nueva combinación cuando se erigió el género Enteromyxum basándose en datos de biología molecular y morfología. [5] Hoy, el género consta de solo tres especies intestinales de peces marinos huéspedes: E. leei , E. scopththalmi y E. fugu .
El ciclo de vida de los mixosporeos generalmente involucra dos hospedadores alternantes: peces y anélidos . Las mixosporas son ingeridas por los anélidos, en los cuales se producen actinosporas. Las actinosporas liberadas desde el anélido al agua llegan a un pez, penetran y los estadios de desarrollo migran hasta llegar al sitio final de infección y se desarrollan en mixosporas. En contraste con este complejo ciclo de vida, se ha demostrado la transmisión espontánea y directa de pez a pez para E. leei y otras especies pertenecientes al género Enteromyxum en varios peces marinos. [6] La transmisión horizontal también ocurre por efluentes, cohabitación, vía oral y anal. [3] [7] [ 8] [9] [10] [11] [12] [13] [14] Todos estos ensayos dependen de una fuente de peces infectados, ya que no se ha logrado el cultivo in vitro continuo de este parásito, como con cualquier otro Myxozoa.
Aunque es posible que este parásito mixosporiano también tenga un ciclo de vida indirecto que involucre a un huésped invertebrado en la naturaleza, nunca se ha encontrado dicho intermediario putativo. Rangel et al. [15] encontraron una actinospora que infectaba al poliqueto marino Diopatra neapolitana en el estuario de Aveiro (Portugal) con una similitud del 81% con E. leei , pero hasta ahora no se ha encontrado ninguna dorada con E. leei en aguas portuguesas.
Las observaciones de campo comunes incluyen pérdida de apetito, bajas tasas de conversión de alimentos y dificultades para alcanzar un tamaño comercial. Los signos clínicos de enteromixosis generalmente consisten en emaciación severa con atrofia muscular epiaxial. Esta emaciación puede notarse externamente como un aspecto similar a un cuchillo o navaja. La emaciación se nota mejor en infecciones subcrónicas a temperaturas suaves, y los peces muertos generalmente parecen demacrados (caquéxicos). La emaciación puede ser imperceptible en especies muy susceptibles y/o a altas temperaturas (p. ej., infecciones de D. puntazzo con E. leei ), porque los peces mueren antes de alcanzar una condición caquéxica. En la disección, los signos macroscópicos incluyen congestión intestinal focal y hemorragias, y puede aparecer frágil y semitransparente, a menudo lleno de líquido mucoso con depósitos de grasa perivisceral reducidos, órganos internos pálidos y ocasionalmente hígado verde. Las vesículas biliares agrandadas o de color anormal son comunes en algunos hospedadores (p. ej., D. puntazzo ).
La histopatología muestra la presencia de estadios mixozoarios localizados entre los enterocitos, o libres en el lumen con restos en infecciones graves. Se desprenden cintas de epitelio que contienen estadios de parásitos. En infecciones avanzadas por GSB con E. leei, el intestino muestra hipertrofia de la lámina propia-submucosa y pérdida de la estructura de empalizada epitelial, junto con una intensa respuesta inflamatoria local. [16] [17] [6] Estos cambios intestinales perjudican gravemente la absorción de nutrientes. La respuesta inflamatoria varía según el hospedador. En general, las especies más susceptibles presentan una respuesta inflamatoria más marcada y el desprendimiento del epitelio ocurre más temprano en la infección.
El impacto de la enteromixosis depende de la especie de pez, la temperatura del agua y el tipo de instalaciones involucradas en los entornos de acuicultura. Este parásito ha provocado el abandono del cultivo de sargo picudo (el huésped más susceptible) en algunas localidades de Italia y Grecia. [18] [19] E. leei constituye una amenaza para muchos otros espáridos cultivados, como el sargo picudo, Diplodus puntazzo ; [20] el sargo de manchas negras, Pagellus bogaraveo , [21] el sargo común, Pagrus pagrus , [22] y el sargo rojo, Pagrus major . [23] Sin embargo, se desconoce el impacto económico a escala global.
La temperatura del agua es un factor de riesgo crítico en la transmisión y aparición de la enteromixosis. Se ha demostrado una clara relación entre la infección y la temperatura del agua. [24] [14] [25] La aparición de la enfermedad se retrasa en gran medida o incluso se suprime a bajas temperaturas (por debajo de 15 °C). Sin embargo, la infección puede permanecer latente durante el período más frío dentro del pez y resurgir cuando aumenta la temperatura del agua. [24] [14] Esto tiene importantes consecuencias epizootiológicas, ya que los falsos negativos (durante el invierno) son una fuente del parásito cuando aumenta la temperatura del agua.
La enteromixosis se ha descrito en todo tipo de instalaciones de cultivo (tanques de hormigón/PVC, estanques de tierra, jaulas marinas). En las instalaciones de dorada en tierra, otros factores de riesgo o agravantes incluyen: (i) intercambio deficiente de agua y/o reingestión de agua contaminada; (ii) sistemas de recirculación; (iii) un período de cultivo prolongado necesario para la producción de peces grandes; [26] [27] y (iv) edad/tamaño de los peces al entrar en las jaulas marinas. [28] Otros autores consideraron que la enteromixosis estaba asociada con la sobrealimentación y el uso de dietas con un alto contenido de grasa; [19] una dieta que contenía aceites vegetales como principal fuente de lípidos indujo un peor resultado de la enfermedad en GSB, [29] y un cambio de dietas herbívoras a carnívoras en acuarios de exhibición. [30] En todos los casos, el modo único de transmisión horizontal favorece la propagación de enteromixosis en poblaciones de peces cultivados.
La enteromixosis no se puede diagnosticar directamente a partir de los signos clínicos, ya que estos son inespecíficos. El diagnóstico confirmatorio suele consistir en la detección de esporas de Enteromyxum u otros estadios proliferativos en frotis de intestino, ya sea frescos o teñidos con diff-quick o May-Grunwald Giemsa. La detección de estadios de desarrollo en frotis frescos es difícil y requiere una experiencia considerable. El examen de cortes histológicos de intestino es el procedimiento estándar, con la ayuda de algunas tinciones, como ácido peryódico de Schiff (PAS), Giemsa o azul de toluidina, o algunas lectinas. Sin embargo, cuando el parásito se encuentra en cantidades bajas o con una distribución irregular, la infección puede pasar inadvertida.
Más recientemente, se han utilizado sondas de oligonucleótidos para el diagnóstico de enteromixosis mediante PCR [6] [24] [28] [31] e hibridación in situ (ISH). [32] Se ha desarrollado un procedimiento de muestreo no letal para la detección por PCR de E. leei mediante sondaje del recto con un hisopo de algodón. Este procedimiento se ha validado frente a un estándar de oro (observación histológica de todo el tracto digestivo), con una alta sensibilidad (0,96) y especificidad (Palenzuela, datos no publicados).
Actualmente no existen terapias aprobadas para E. leei .
La prevención es el principal objetivo del manejo de E. leei . Una vez que el parásito se establece, generalmente se erradica solo con acciones agresivas que incluyen la eliminación de peces infectados, la desinfección de tanques, jaulas marinas, estanques de secado, etc.
Como este parásito no puede sobrevivir en agua dulce, se ha sugerido un tratamiento de hiposalinidad para controlar la infección en los peces anémona. [33] Se ha demostrado que algunos aditivos dietéticos reducen los niveles de infección y/o algunos signos de enfermedad, como la pérdida de peso. [34] [35]
La mayor parte de la investigación realizada sobre este parásito se ha centrado en la dorada y, más recientemente, en el lenguado olivarero ( Paralichthys olivaceus ). Los esfuerzos recientes en el marco del proyecto ParaFishControl [36] , financiado por la UE en el marco del programa Horizonte 2020 , se han centrado en la obtención de datos transcriptómicos para encontrar candidatos a vacunas y dianas terapéuticas, descifrar la respuesta inmune del huésped y encontrar posibles soluciones nutracéuticas. Además, se están realizando estudios epidemiológicos en la cuenca mediterránea para determinar el verdadero impacto de la enteromixosis y los factores del huésped/granja que potencian o mitigan su extensión. Un protocolo para el procedimiento estándar para transmitir esta enteromixosis en condiciones experimentales formará parte de una guía que publicará 5M Publishing.
En lo que respecta a la respuesta inmunitaria en la enteromixosis por GSB, las inmunoglobulinas séricas, la lisozima, las peroxidasas y el complemento se inscriben en la respuesta humoral, [37] [38] [39] [40] y las células B, las células T, los mastocitos y los melanomacrofagos actúan local y sistémicamente durante la respuesta inflamatoria. [41] La composición y expresión de la mucina, y la distribución de las células caliciformes secretoras de moco también se modulan durante la enteromixosis. La exposición crónica al parásito estimula la expresión génica relacionada con la señalización del interferón y el procesamiento y presentación de antígenos en el intestino de los peces expuestos no parasitados, lo que puede indicar el desencadenamiento local de mecanismos de resistencia inmunitaria contra la infección. [42] Un aumento de los centros de melanomacrofagos esplénicos durante la enteromixosis por GSB también puede indicar el inicio de una respuesta inmunitaria adquirida. [41] La expresión de interleucina (IL) durante la enteromixosis por GSB se modula desde un perfil proinflamatorio a uno antiinflamatorio, y este cambio aparentemente está impulsado por la regulación positiva de il10 . [43] Más recientemente, se ha sugerido la participación de las células T citotóxicas en la eliminación del parásito a partir de la mayor expresión de cd8 en intestinos de peces expuestos pero no parasitados. [44]